1-2.indd

Nr 1–2

Daniela A. Friedek, Alicja M. Ekiel, Gayane Martirosian

SZCZEPIONKI PRZECIW HUMAN PAPILLOMAVIRUS (HPV) –

– NOWA METODA PROFILAKTYKI RAKA SZYJKI MACICY

Z Katedry i Zakładu Mikrobiologii Lekarskiej Śląskiej Akademii Medycznej w Katowicach

WIADOMOŚCI LEKARSKIE 2007, LX, 1–2

W najbliższej przyszłości istnieje szansa znacznego zredukowania zachorowalności na raka szyjki macicy dzięki stosowaniu odpowiednich

szczepionek przeciwwirusowych. W pracy omówiono dane z piśmiennictwa dotyczące aktualnej sytuacji epidemiologicznej zakażeń wirusem

brodawczaka ludzkiego (human papillomavirus – HPV) oraz możliwości stosowania szczepionek proﬁlaktycznych i terapeutycznych. [Wiad

Lek 2007; 60(1–2): 34–38]

Słowa kluczowe: wirus brodawczaka ludzkiego (HPV), epidemiologia, szczepionki, diagnostyka laboratoryjna.

Polska ma wysoki współczynnik zachorowań

i umieralności na raka szyjki macicy, co wynika z braku

skutecznych działań proﬁlaktycznych. Obecnie w reko-

mendacjach Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego

dotyczących diagnostyki, proﬁlaktyki i wczesnego

wykrywania raka szyjki macicy obok badania cytolo-

gicznego zostały uwzględnione badania molekularne

w kierunku onkogennych typów wirusa brodawczaka

ludzkiego (human papillomavirus – HPV), jako wzajem-

nie uzupełniające się elementy. Badanie w kierunku HPV

ma także zastosowanie w weryﬁkacji wyniku cytologicz-

nego ASCUS (atypical squamous cells of undetermined

signiﬁcance – atypowe komórki płaskonabłonkowe

o nieokreślonym znaczeniu) [1].

W najbliższej przyszłości istnieje szansa znacznego

zredukowania zachorowalności na raka szyjki macicy

dzięki stosowaniu odpowiednich szczepionek przeciw-

wirusowych [2,3,4,5]. Szczepionki chronią nie tylko

immunizowane kobiety przed zakażeniem i rozwojem

zmian patologicznych, ale także powodują przerwanie

łańcucha epidemicznego: nie dochodzi do zakażenia

partnerów seksualnych [2]. Ma to ważne znaczenie ze

względu na udowodniony, istotny związek HPV z rakiem

prącia [6].

Patogeneza i epidemiologia zakażeń HPV

Przewlekłe zakażenie wysoko onkogennymi typami

HPV, infekcja przenoszona przez kontakty seksualne,

jest głównym czynnikiem etiologicznym raka szyjki

macicy. Do czynników ryzyka zakażenia HPV należą:

wczesna inicjacja seksualna, większa liczba partnerów

seksualnych, immunosupresja, istniejące stany zapalne

na narządach płciowych.

Największa częstość zakażeń obserwowana jest

u kobiet młodych, poniżej 30 roku życia [7,8,9,10].

Kjaer i wsp. [11] nie stwierdzili obecności DNA HPV

u dziewcząt przed podjęciem współżycia. W badaniach

własnych obejmujących grupę nastoletnich dziewcząt

z wczesną inicjacją seksualną zakażenie HPV stwierdzi-

liśmy u 4,1%. Ishi i wsp. [12] nie wykazali zakażeń HPV

w grupie najmłodszych badanych dziewcząt (16–17-let-

nich), najwyższą częstość zakażeń (21,7%) stwierdzili

u kobiet między 20 a 30 rokiem życia.

Zakażenie latentne (utajone) nie wywołuje makrosko-

powo widocznych zmian ani nie wpływa na morfologię

zajętego nabłonka. Ten typ zakażenia ustala się jedynie

metodami biologii molekularnej wykrywającymi DNA

HPV. W Polsce częstość występowania utajonej postaci

zakażenia HPV wynosi 2–24% [13,14,15,16,17,18].

W badaniach prowadzonych w innych krajach częstość

zakażeń u kobiet bez zmian patologicznych w obrębie

nabłonka szyjki macicy również waha się w szerokim

zakresie: 1,3% – Holandia [19], 11,4% – Szwajcaria

[8], 10,2% – Kanada [7], 12,7% – Portugalia [20], 30%

– Argentyna [21]. O tym, czy dojdzie do eliminacji

zakażenia lub inicjacji transformacji nowotworowej

z udziałem HPV, decyduje czas utrzymywania się zaka-

żenia oraz czynniki promujące ten proces: stan układu

odpornościowego, współistnienie stanów zapalnych,

w tym o etiologii Chlamydia trachomatis (

Ch. tracho-

matis) [22]. Wirus brodawczaka ludzkiego jest wirusem

proliferacyjnym, istniejące stany zapalne ułatwiają

zakażenie i jego ekspresję. W badaniach własnych wy-

kazaliśmy istotną statystycznie korelację zakażenia Ch.

trachomatis z obecnością wysoko onkogennych typów

HPV [10].

Częstość zakażeń HPV wzrasta u kobiet ze zmiana-

mi dysplastycznymi nabłonka szyjki macicy i wynosi

w ASCUS 21–68% [7,9,20,23,24,25], w LSIL (low-

-grade squamous intraepithelial lesions) 15–77,8%

[16,17,19,24,26], w HSIL (high-grade squamous

intraepithelial lesions) 48–90,3% [7,13,17,18,23,26].

Częstość infekcji i neoplazji jest wyższa u kobiet zaka-

żonych wirusem HIV, co wskazuje na ważną rolę układu

odpornościowego w indukcji zmian HPV-zależnych.

Immunosupresja powoduje wyższą częstość przewle-

kłych zakażeń HPV i wyższą częstość neoplazji nabłonka

Nr 1–2

Rak szyjki macicy

szyjki macicy [27]. W płaskonabłonkowym raku szyjki

macicy obecność DNA HPV stwierdza się u 70–100%

badanych chorych [13,17,19,21,28]. Clifford i wsp. [29]

w metaanalizie opracowanej na podstawie wyników

badań zrealizowanych w różnych krajach świata, opubli-

kowanych w 85 pracach, ocenili częstość zakażeń HPV

w inwazyjnym raku szyjki macicy. Zależnie od regionu

geograﬁcznego średnia częstość infekcji mieściła się

w przedziale od 79,3% (Azja) do 88,1% (Ameryka

Północna, Australia), w Europie 86,7%. W niektórych

badaniach częstość zakażeń sięgała 100% [4]. Ważne,

aby skład szczepionki uwzględniał sytuację epide-

miologiczną częstości występowania poszczególnych

typów HPV w danym kraju. Dwie trzecie przypadków

inwazyjnego raka szyjki macicy wiąże się z HPV 16

i 18, jakkolwiek inne typy: 45, 31, 33, 58, 52, 35,

59, 56, 51, 68, 39, 82, 73, 66 i 70 (podane w ko-

lejności uwzględniającej częstość występowania)

także izolowane od kobiet z rakiem szyjki macicy

[12,23,28,29]. W krajach azjatyckich częściej niż w in-

nych regionach świata obserwuje się izolację typów 58

i 52 [29]; HPV 16 najczęściej jest obecny w raku płasko-

nabłonkowym (squamous cell carcinoma – SCC), HPV

18 dominuje w raku gruczołowo-płaskonabłonkowym

(adenosquamous-carcinoma – ADC) [29]. W Polsce

najczęściej wykrywane są HPV 16 i 18 zarówno u kobiet

bez zmian w obrębie nabłonka szyjki macicy, jak i z

dysplazją i rakiem szyjki macicy [13,17,18,28,30].

Diagnostyka zakażeń HPV

Do terapeutycznego zastosowania szczepionek

niezbędna jest prawidłowa diagnostyka zakażeń HPV.

Wykrywanie obecności HPV stało się możliwe po

wprowadzeniu metod biologii molekularnej. Częstość

wykrywania zakażenia objawowego i bezobjawowego

zależy od zastosowanej metody; DNA HPV powinno

zostać wykazane we wszystkich przypadkach inwazyj-

nego raka szyjki macicy, ujemne wyniki w tej grupie

badanych kobiet wiążą się przede wszystkim z ograni-

czeniem wynikającym ze stosowanych metod i rodzaju

badanych materiałów [29]. Najwięcej dodatnich wyni-

ków uzyskiwano badając obecność DNA HPV zarówno

w złuszczonych komórkach, jak i w bioptatach (92,5%),

najmniej w wymazach zawierających tylko złuszczone

komórki nabłonka (78,9%). Zależnie od użytych prime-

rów MY09/11; GP5+/6+ częstość detekcji DNA HPV

wahała się od 83,1% do 90,1% [29].

W diagnostyce HPV stosuje się testy oparte na

reakcji łańcuchowej polimerazy (polymerase chain re-

action – PCR), charakteryzujące się wysoką czułością

(wykrywana jest jedna kopia DNA na 10 komórek).

W PCR najczęściej stosuje się primery uniwersalne

MY 09/MY11 i GP05/GP06 dla sekwencji zlokali-

zowanych w L1 różnych typów wirusa oraz primery

dla onkogenów: pU-1M odpowiadające sekwencji

genu E6, pU-2R odpowiadające sekwencji genu E7

[7,20,28,31,32,33]. Stosowany również PCR-RFLP (re-

striction fragment lenght polymorphism – polimorﬁzm

długości fragmentów restrykcyjnych) polega na trawie-

niu zampliﬁkowanych produktów PCR endonukleazami

restrykcyjnymi i dalszej analizie elektroforetycznej

w żelu poliakrylamidowym [28].

W testach wykrywających DNA HPV wyso-

kiego ryzyka o genotypach 16, 18, 31, 33, 35, 39,

45, 51, 52, 56, 58, 59, 68 łączona jest ampliﬁkacja

z hybrydyzacją [34]. Ampliﬁkację przeprowadza się

za pomocą PCR docelowego DNA z primerami dla

sekwencji nukleotydów obszaru L1. Powstałe zna-

kowane biotyną amplikony ulegają hybrydyzacji

z sondami oligonukleotydowymi. Po dodaniu koniu-

gatu peroksydazy chrzanowej z awidyną odczytuje się

absorbancję dla każdej z badanych próbek i kontroli.

Do testu dołączono zestaw do ampliﬁkacji β-globiny,

umożliwiający wykrycie inhibitorów ampliﬁkacji

i/lub próbki pobranej nieprawidłowo.

Test hybrydyzacji – Hybrid Capture (HC) z son-

dami RNA dla typów nisko i wysoko onkogennych

HPV znalazł obecnie szerokie zastosowanie kliniczne

(Hybrid Capture drugiej generacji – HC 2). W me-

todzie tej współczynnik detekcji wynosi 1,0 pg/ml

(w przybliżeniu 5000 kopii DNA HPV), test wykry-

wa 13 typów onkogennych HPV: 16, 18, 31, 33, 35,

39, 45, 51, 52, 56, 58, 59 i 68 [20,35]. W badaniach

Kwaśniewskiej i wsp. [30], obejmujących grupę kobiet

z histopatologicznym rozpoznaniem neoplazji śród-

nabłonkowej szyjki macicy, obecność typów wirusa

o wysokim ryzyku onkogennym wykryto metodą HC 2

u 75% pacjentek, natomiast metodą PCR u 85%.

Kulmala i wsp. [31] w 85% badanych próbek stwier-

dzili zgodność wyników uzyskanych metodą HC 2

oraz PCR, czułość detekcji HPV DNA metodą HC 2

i PCR u kobiet z HSIL wynosiła odpowiednio 85,2%

i 74,0%, a swoistość 67,2% i 64,1%. Następną ge-

neracją testu jest Hybrid Capture 3 (HC 3), również

wykrywający 13 wysoko onkogennych typów HPV.

W HC 2 dołki płytki opłaszczone są przeciwciałami

monoklonalnymi przeciw hybrydom DNA-RNA,

natomiast w HC 3 stosuje się biotynylowane oligo-

nukleotydy swoiste dla wybranych sekwencji DNA

HPV wiążących hybrydy DNA-RNA w kompleksy ze

streptawidyną opłaszczającą dołki płytki. Użycie oligo-

nukleotydów zamiast przeciwciał redukuje możliwość

wiązania niespecyﬁcznych hybryd DNA-RNA powsta-

jących w wyniku niewłaściwej alkalicznej denaturacji

badanych materiałów biologicznych [32]. Zdaniem

Castle i wsp. [32], HC 3 jest nieznacznie czulszy niż

HC 2, intensywność emitowanego świecenia (relative

light units – RLU) dla pozytywnej kontroli (positive

control – PC) wynosiła dla HC 3 ≥ 0,6 RLU/PC, dla

HC 2 ≥ 1,0 RLU/PC.

Nr 1–2

Proﬁlaktyczne i terapeutyczne szczepionki przeciw

HPV – zastosowanie

Szczepionki proﬁlaktyczne uzyskuje się metodami

molekularnymi. W skład DNA HPV wchodzą geny

wczesne (E), kodujące białka uczestniczące w regulacji

transkrypcji i replikacji wirusa i transformacji nowotwo-

rowej (E6 i E7), oraz geny późne (L), kodujące białka

strukturalne (L1 i L2). Geny kodujące białka kapsydu

wirusa L1, L2 poddano ekspresji w komórkach drożdży,

stosując jako wektory bakulowirusy lub zrekombinowa-

ny wirus ospy. Uzyskano w ten sposób złożony, pusty

wirusowy kapsyd. Otrzymane cząstki wirusopodobne

(virus like particles – VLP) odpowiadają natywnym

białkom kapsydu L1, L2 o właściwościach immuno-

gennych, powodujących powstanie u osób szczepionych

przeciwciał neutralizujących [36,37].

Prowadzone są badania skuteczności konstruowa-

nych szczepionek w zapobieganiu i leczeniu zakażeń

HPV. Koutsky i wsp. [36] w randomizowanych badaniach

klinicznych wykazali wysoką wartość zapobiegawczą

szczepionki uzyskanej w komórkach drożdży zawiera-

jącej HPV 16 L1 VLP. Badanie kontrolne przeprowa-

dzone średnio po 17 miesiącach od zakończonej, kom-

pletnej wakcynacji nie wykazało obecności zakażenia

HPV u kobiet otrzymujących szczepionkę, natomiast

u otrzymujących placebo zakażenie stwierdzono u 3,8%.

Serokonwersja wystąpiła u 99,7% kobiet otrzymujących

szczepionkę. Poziom przeciwciał po 7 miesiącach od

podania trzeciej dawki szczepionki był wysoki i znacznie

przewyższał wartość obserwowaną w przebiegu natural-

nego zakażenia. Szczepionka była dobrze tolerowana

przez pacjentów i bezpieczna.

Skuteczna okazała się również czteroważna szcze-

pionka zawierająca L1 wirusa HPV typów 16 i 18 oraz

6 i 11. W randomizowanych badaniach Villa i wsp. [38]

obejmujących grupę młodych kobiet (średnia wieku 20

lat) przez 36 miesięcy nie zaobserwowano dysplazji

HPV-zależnej i zmian na zewnętrznych narządach płcio-

wych. Wymienione zmiany wystąpiły tylko w grupie

otrzymującej placebo.

Rozpowszechnianiu się zakażeń HPV można

zapobiec wzbudzając produkcję przeciwciał neutra-

lizujących dla białek kapsydowych L1 i L2 [36,37].

Szczepionki wzbudzające produkcję tych przeciwciał

nie mają jednak zastosowania terapeutycznego, ponie-

waż nie ulegają ekspresji na wykrywalnym poziomie

w zakażonych keratynocytach lub komórkach transfor-

mowanych. Integracja HPV DNA jest ważnym etapem

rozwoju neoplazji szyjki macicy, dochodzi do ekspresji

wirusowych onkoprotein E6 i E7, które wiążą i degra-

dują regulatorowe (onkosupresorowe) białka komórki

p53 i pRb (retinoblastoma) zaburzając apoptozę, mogą

także – przez aktywację telomerazy – spowodować

niekontrolowaną proliferację komórek [39,40,41,42,43].

Dodatkowo odgrywają też znaczącą rolę w zmianie

odpowiedzi immunologicznej przeciw zakażonym ko-

mórkom poprzez supresję ekspresji interferonu i drogi

przekazywania sygnału [44].

Dwie onkoproteiny E6 i E7 HPV są krytycznym

punktem komórkowej transformacji i ulegają koeks-

presji w większości HPV-zależnych raków, dlatego

szczepionki terapeutyczne, których celem jest E6 i E7,

są lepszą opcją nadzoru HPV-zależnych zmian [45].

Szczepionki zawierające proteiny E6/E7 stymulują

limfocyty cytotoksyczne. W kontroli zakażeń HPV

decydującą rolę pełni odporność komórkowa. W ce-

lach terapeutycznych dodane są białka niestrukturalne

(modyﬁkowane E6 i E7), np. HPV 16 L2/E6/E7, lub

zawierające tylko E6 i/lub E7, np. HPV 16/18 E6/E7

[46]. Przedstawione warianty szczepionek terapeutycz-

nych są obecnie poddawane badaniom. Zachęcające

wyniki badań leżą u podstaw klinicznego zastosowania

szczepionek zarówno w celach terapeutycznych, jak

i proﬁlaktycznych [46,47,48].

Crum [2] w artykule pod wymownym tytułem The

beginning of the end for cervical cancer? (Początek

końca raka szyjki macicy?) szacuje, iż istnieje możli-

wość redukcji 95% śmiertelnych przypadków w wyniku

HPV-zależnego raka szyjki macicy, jeżeli szczepionka

dla typów 16, 18, 31, 33, 45 wirusa brodawczaka będzie

podawana kobietom przed inicjacją seksualną. Stosowa-

nie takiej szczepionki u kobiet aktywnych seksualnie

obniży częstość występowania nieprawidłowych wyni-

ków cytologicznych, szczególnie związanych z wysokim

ryzykiem raka szyjki macicy.

Piśmiennictwo

[1] Spaczyński M. Diagnostyka, proﬁlaktyka i wczesne wykrywanie raka szyjki macicy – rekomendacje Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego. Ginekol

Prakt 2004; 3(78): 6–8. [2] Crum CP. The beginning of the end for cervical cancer? N Engl J Med 2002; 347(21): 1703–1705. [3] zur Hausen H. Papillomavi-

ruses causing cancer: evasion from host-cell control in early events in carcinogenesis. J Natl Cancer Inst 2000; 92(9): 690–698. [4] Walboomers JM, Jacobs MV,

Manos MM, Bosch FX, Kummer JA, Shah KV, Snijders PJ, Peto J, Meijer CJ, Munoz N. Human papillomavirus is a necessary cause of invasive cervical cancer

worldwide. J Pathol 1999; 189(1): 12–19. [5] Harper DM, Franco EL, Wheeler C, Ferris DG, Jenkins D, Schuind A, Zahaf T, Innis B, Naud P, De Carvalho NS

i wsp. Efﬁcacy of a bivalent L1 virus-like particle vaccine in prevention of infection with human papillomavirus types 16 and 18 in young women: a randomised

controlled trial. Lancet 2004; 364(9447): 1757–1765. [6] Gross G, Pﬁster H. Role of human papillomavirus in penile cancer, penile intraepithelial squamous

cell neoplasias and in genital warts. Med Microbiol Immunol 2004; 193(1): 35–44. [7] Sellors JW, Mahony JB, Kaczorowski J, Lytwyn A, Bangura H, Chong S,

Lorincz A, Dalby DM, Janjusevic V, Keller JL. Prevalence and predictors of human papillomavirus infection in women in Ontario, Canada. Survey of HPV in

Ontario Women (SHOW) Group. CMAJ 2000; 163(5): 503–508. [8] Petignat P, Faltin D, Gofﬁn F, Billieux MH, Stucki D, Sporri S, Vassilakos P. Age-related

performance of human papillomavirus testing used as an adjunct to cytology for cervical carcinoma screening in a population with a low incidence of cervical

carcinoma. Cancer 2005; 105(3): 126–132. [9] Salimovic-Besic I, Bokal EV, Poljak M, Kocjan B. Prevalence of human papillomavirus infection in Slovenian

women with repeated Pap II smears. Med Arh 2005; 59(1): 47–51. [10] Friedek D, Ekiel A, Chełmicki Z, Romanik M. Zakażenia wirusem brodawczaka ludzkiego,

Chlamydia trachomatis i mykoplazmami urogenitalnymi w dysplazji małego stopnia nabłonka szyjki macicy. Ginekol Pol 2004; 75(6): 457–463.

D. Friedek i wsp.

Nr 1–2

[11] Kjaer SK, Chackerian B, van den Brule AJ, Svare EI, Paull G, Walbomers JM, Schiller JT, Bock JE, Sherman ME, Lowy DR, Meijer CL. High-risk hu-

man papillomavirus is sexually transmitted: evidence from a follow-up study of virgins starting sexual activity (intercourse). Cancer Epidemiol Biomarkers Prev

2001; 10(2): 101–106. [12] Ishi K, Suzuki F, Yamasaki S, Suto H, Kina K, Nojima M, Yoshida K. Prevalence of human papillomavirus infection and correlation

with cervical lesions in Japanese women. J Obstet Gynaecol Res 2004; 30(5): 380–385. [13] Pochylski T, Gąsowska U, Kwaśniewska A. Częstość występowania

infekcji HPV i Chlamydia trachomatis w dysplazji i raku szyjki macicy. Kolposkopia 2002; 2(3): 47–52. [14] Dybikowska A, Licznerski P, Podhajska A. HPV

detection in cervical cancer patients in northern Poland. Oncol Rep 2002; 9(4): 871–874. [15] Łukaszuk K, Liss J, Zalewski J, Roter M, Brzoska B, Dębniak J.

Ocena występowania infekcji HPV w badaniach cytologicznych w grupie pacjentek bezobjawowych. Wiad Lek 2001; 54(9–10): 508–515. [16] Friedek D,

Chełmicki Z, Romanik M, Ekiel A. Prevalence of Human papillomavirus infection in women with low grade squamous intraepithelial lesions (LSIL). Bull Vet

Inst 2002; 46: 9–14. [17] Dudkiewicz J, Waksmański B, Cieślak-Stec M. Badania nad obecnością genomu onkogennych typów wirusa brodawczaka ludzkiego

w wybranych stanach patologii szyjki macicy. Ginekol Pol 2001; 72(12A): 1489–1496. [18] Michalski B, Mazurek U, Orchel J, Kachel-Flis A, Zieliński T, Łukasik A,

Belowska A, Michalski M, Wilczok T. Znaczenie badań wykrywających DNA-HPV w proﬁlaktyce raka szyjki macicy. Wiad Lek 2004; 57(supl. 1): 201–206. [19]

Claas EC, Melchers WJ, Niesters HG, van Muyden R, Stolz E, Quint WG. Infections of the cervix uteri with human papillomavirus and Chlamydia trachomatis.

J Med Virol 1992; 37(1): 54–57. [20] Sherman ME, Lorincz AT, Scott DR, Wacholder S, Castle PE, Glass AG, Mielzynska-Lohnas I, Rush BB, Schiffman M.

Baseline cytology, human papillomavirus testing, and risk for cervical neoplasia: a 10-year cohort analysis. J Natl Cancer Inst 2003; 95(1): 46–52.

[21] Golijow CD, Abba MC, Mouron SA, Laguens RM, Dulout FN, Smith JS. Chlamydia trachomatis and Human papillomavirus infections in cervical

disease in Argentine women. Gynecol Oncol 2005; 96(1): 181–186. [22] Finan RR, Tamim H, Almawi WY. Identiﬁcation of Chlamydia trachomatis DNA in

human papillomavirus (HPV) positive women with normal and abnormal cytology. Arch Gynecol Obstet 2002; 266(3): 168–171. [23] Sellors JW, Lorincz AT,

Mahony JB, Mielzynska I, Lytwyn A, Roth P, Howard M, Chong S, Daya D, Chapman W, Chernesky M. Comparison of self-collected vaginal, vulvar and urine

samples with physician-collected cervical samples for human papillomavirus testing to detect high-grade squamous intraepithelial lesions. CMAJ 2000; 163(5):

513–518. [24] Fallani MG, Penna C, Fambrini M, Marchionni M. Cervical cytologic reports of ASCUS and LSIL. Cyto-histological correlation and implication

for management. Minerva Ginecol 2002; 54(3): 263–269. [25] Boardman LA, Stanko C, Weitzen S, Sung CJ. Atypical squamous cells of undetermined signiﬁ-

cance: human papillomavirus testing in adolescents. Obstet Gynecol 2005; 105(4): 741–746. [26] Behrendt M, Kamińska J, Cymerys Z, Kwaśniewska A, Zimna K,

Goździcka-Józeﬁak A, Kędzia H, Semczuk M. Częstość występowania infekcji wirusowych brodawczaka ludzkiego, opryszczki płciowej, cytomegalii oraz

Chlamydia trachomatis w narządach płciowych partnerów seksualnych. Ginekol Pol 1998; 69(6): 389–393. [27] Sun XW, Kuhn L, Ellerbrock TV, Chiasson MA,

Bush TJ, Wright TC Jr. Human papillomavirus infection in women infected with the human immunodeﬁciency virus. N Engl J Med 1997; 337(19): 1343–1349. [28]

Liss J, Łukaszuk K, Wójcikow C. Zastosowanie łańcuchowej reakcji polimerazy – PCR w diagnozowaniu infekcji wirusem brodawczaka ludzkiego – HPV. Diagn

Lab 2002; 38: 53–60. [29] Clifford GM, Smith JS, Plummer M, Munoz N, Franceschi S. Human papillomavirus types in invasive cervical cancer worldwide:

a meta-analysis. Br J Cancer 2003; 88(1): 63–73. [30] Kwaśniewska A, Skoczyński M, Semczuk-Sikora A, Goździcka-Józeﬁak A. Zastosowanie metody PCR oraz

Digene Hybride Capture System I do identyﬁkacji DNA wirusów Papilloma. Ginekol Pol 2001; 72(12A): 1497–1500.

[31] Kulmala SM, Syrjanen S, Shabalova I, Petrovichev N, Kozachenko V, Podistov J, Ivanchenko O, Zakharenko S, Nerovjna R, Kljukina L i wsp. Human

papillomavirus testing with the hybrid capture 2 assay and PCR as screening tools. J Clin Microbiol 2004; 42(6): 2470–2475. [32] Castle PE, Lorincz AT, Scott DR,

Sherman ME, Glass AG, Rush BB, Wacholder S, Burk RD, Manos MM, Schussler JE i wsp. Comparison between prototype hybrid capture 3 and hybrid capture 2

human papillomavirus DNA assays for detection of high-grade cervical intraepithelial neoplasia and cancer. J Clin Microbiol 2003; 41(9): 4022–4030. [33] van

den Brule AJ, Snijders PJ, Gordijn RL, Bleker OP, Meijer CJ, Walboomers JM. General primer-mediated polymerase chain reaction permits the detection of

sequenced and still unsequenced human papillomavirus genotypes in cervical scrapes and carcinomas. Int J Cancer 1990; 45(4): 644–649. [34] Liu J, Rose B,

Huang X, Liao G, Carter J, Wu X, Thompson C. Comparative analysis of characteristics of women with cervical cancer in high-versus low-incidence regions.

Gynecol Oncol 2004; 94(3): 803–810. [35] Solomon D, Schiffman M, Tarone R. Comparison of three management strategies for patients with atypical squamous

cells of undetermined signiﬁcance: baseline results from a randomized trial. J Natl Cancer Inst 2001; 93(4): 293–299. [36] Koutsky LA, Ault KA, Wheeler CM,

Brown DR, Barr E, Alvarez FB, Chiacchierini LM, Jansen KU. A controlled trial of a human papillomavirus type 16 vaccine. N Engl J Med 2002; 347(21):

1645–1651. [37] Kawana K, Yasugi T, Kanda T, Kino N, Oda K, Okada S, Kawana Y, Nei T, Takada T, Toyoshima S i wsp. Safety and immunogenicity of

a peptide containing the cross-neutralization epitope of HPV16 L2 administered nasally in healthy volunteers. Vaccine 2003; 21(27–30): 4256–4260. [38] Villa LL,

Costa RL, Petta CA, Andrade RP, Ault KA, Giuliano AR, Wheeler CM, Koutsky LA, Malm C, Lehtinen M i wsp. Prophylactic quadrivalent human papillomavirus

(types 6, 11, 16, and 18) L1 virus-like particle vaccine in young women: a randomised double-blind placebo-controlled multicentre phase II efﬁcacy trial. Lancet

Oncol 2005; 6(5): 271–278. [39] Werness BA, Levine AJ, Howley PM. Association of human papillomavirus types 16 and 18 E6 proteins with p53. Science

1990; 248(4951): 76–79. [40] Boyer SN, Wazer DE, Band V. E7 protein of human papilloma virus-16 induces degradation of retinoblastoma protein through the

ubiquitin-proteasome pathway. Cancer Res 1996; 56(20): 4620–4624.

[41] Dyson N, Howley PM, Munger K, Harlow E. The human papilloma virus-16 E7 oncoprotein is able to bind to the retinoblastoma gene product. Science

1989; 243(4893): 934–937. [42] Klingelhutz AJ, Foster SA, McDougall JK. Telomerase activation by the E6 gene product of human papillomavirus type 16.

Nature 1996; 380(6569): 79–82. [43] Zheng PS, Iwasaka T, Zhang ZM, Pater A, Sugimori H. Telomerase activity in Papanicolaou smear-negative exfoliated

cervical cells and its association with lesions and oncogenic human papillomaviruses. Gynecol Oncol 2000; 77(3): 394–398. [44] Koromilas AE, Li S, Matla-

shewski G. Control of interferon signaling in human papillomavirus infection. Cytokine Growth Factor Rev 2001; 12(2–3): 157–170. [45] Roden RB, Ling M,

Wu TC. Vaccination to prevent and treat cervical cancer. Hum Pathol 2004; 35(8): 971–982. [46] Smyth LJ, Van Poelgeest MI, Davidson EJ, Kwappenberg KM,

Burt D, Sehr P, Pawlita M, Man S, Hickling JK, Fiander AN i wsp. Immunological responses in women with human papillomavirus type 16 (HPV-16)-asso-

ciated anogenital intraepithelial neoplasia induced by heterologous prime-boost HPV-16 oncogene vaccination. Clin Cancer Res 2004; 10(9): 2954–2961.

[47] Daemen T, Pries F, Bungener L, Kraak M, Regts J, Wilschut J. Genetic immunization against cervical carcinoma: induction of cytotoxic T lymphocyte acti-

vity with a recombinant alphavirus vector expressing human papillomavirus type 16 E6 and E7. Gene Ther 2000; 7(21): 1859–1866. [48] Riezebos-Brilman A, Regts J,

Dontje B, van der Zee A, Wilschut J. Superior therapeutic efﬁcacy of alphavirus-mediated immunization against human papilloma virus type 16 antigens in

a murine tumour model: effects of the route of immunization. Antivir Ther 2004; 9(5): 733–742.

Adres autorek: Daniela Friedek, Katedra i Zakład Mikrobiologii Lekarskiej, ul. Medyków 18, 40-752 Katowice

Rak szyjki macicy