mgr piel. A. Majda. mgr piel. J. Zalewska – Puchała Pracownia Teorii i Podstaw Pielęgniarstwa Instytut Pielęgniarstwa WOZ CM UJ Kraków dr Maciej Górkiewicz Zakład Epidemiologii Instytut Zdrowia Publicznego WOZ CM UJ Kraków

Dr n. med. Ewa Ziarko

Pracownia Teorii i Podstaw Pielęgniarstwa

Instytut Pielęgniarstwa i Położnictwa

WNoZ CM UJ

TECHNIKA POBIERANIA MATERIAŁU

DO BADAŃ

ZAPOBIEGANIE ZAKAŻENIOM

SZPITALNYM



„

Jeżeli lekarz nie widzi na swoim oddziale zakażeń

szpitalnych, powinien tylko szerzej otworzyć oczy”

Sir Robert

Williams



„

Oprócz cierpień, jakie sprawia to chorym,

zakażenia szpitalne są dla szpitali bolesnym

uderzeniem po kieszeni”

Sir Wilson

Jameson

WHO stwierdza pojawianie się zakażeń

szpitalnych u około 9% wszystkich

hospitalizowanych pacjentów



W Stanach Zjednoczonych 5%



W Belgii 9%



W Niemczech 6,9%



W Polsce rzeczywista częstość występowania

zakażeń nie jest znana



Inne dane mówią, że w Polsce częstość zakażeń

szpitalnych wynosi 15% wszystkich zakażeń;

rocznie z ich powodu umiera ok. 10 000 pacjentów.



W Stanach Zjednoczonych najczęstsze zakażenia

szpitalne dotyczą:

- infekcji układu moczowego 39%

- zapalenia płuc 18%

- zakażeń rany pooperacyjnej 17%

- krwi 7%



Według raportu europejskiego

główne zagrożenia

dla chorych z

oddziałów zabiegowych

stanowią:

- zakażenia dróg moczowych 31-48%

- zakażenia ran pooperacyjnych 28-31%

- infekcje układu oddechowego 18% (duża śmiertelność)



Według raportu europejskiego

główne zagrożenia

dla chorych

oddziałów niezabiegowych

to:

- zakażenia dróg moczowych 42%

- zakażenia dróg oddechowych 24%



Według raportu europejskiego zakażenia szpitalne

są

bezpośrednią przyczyną zgonów u 3%

chorych hospitalizowanych, a pośrednią u

8,3%.

Parlament Europejski decyzją z 22. 12. 1999r. powołał

Europejskie Centrum Epidemiologiczne

Ustawa o chorobach zakaźnych i zakażeniach z 2001r.

wprowadza definicję zakażenia szpitalnego, wymusza

zorganizowany, nowoczesny nadzór nad zakażeniami

szpitalnymi.

„

Zakażenie związane z pobytem chorego w szpitalu,

które powstaje lub rozwija się w czasie hospitalizacji

pacjenta (albo po opuszczeniu szpitala), a które nie

było w okresie inkubacji w chwili przyjęcia,

rozpoznane klinicznie i potwierdzone laboratoryjnie

jest

zakażeniem szpitalnym

niezależnie od tego,

czy czynnik etiologiczny (drobnoustrój), który je

wywołał jest pochodzenia endogennego

(autogennego) czy egzogennego”.

Lowbury 1981 za Nosowską

1999

Czynniki ryzyka zakażeń szpitalnych



związane z gospodarzem (choroba, wiek,

niedożywienie, otyłość, niedobory witamin i

pierwiastków śladowych, niedokrwistość, choroby

współistniejące: cukrzyca, miażdżyca, choroby

nowotworowe, zakażenie wirusem HIV, wrodzone

defekty immunologiczne, chemioterapia, radioterapia,

rany, otwarte złamania, ochłodzenie organizmu)



związane z drobnoustrojem (rodzaj, zaraźliwość,

zjadliwość, wrażliwość na chemioterapeutyki)



związane ze szpitalem (wyposażenie, dezynfekcja,

sterylizacja, mycie rąk, sprzątanie), zabiegami

diagnostycznymi, leczniczymi, pielęgnacyjnymi,

czasem hospitalizacji

Czynniki etiologiczne zakażeń szpitalnych

1. wirusy:

- wywołujące zapalenia górnych dróg oddechowych i przewodu

pokarmowego (np.. wirus grypy, paragrypy, rota, odry, różyczki, świnki)

- wywołujące zakażenia przenoszone przez krew (wirusy zapalenia

wątroby typu B,C, D, G, wirus HIV)

- z rodziny Herpesviridae (wirus cytomegalii - CMV, varicella-zoster –

HVZ, herpes simplex – HSV –wirus opryszczki zwykłej, Epsteina-Barr –

EBV, które ujawniają się u pacjentów ze zmniejszoną odpornością

bakterie:

- Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis (szczepy oporne

na metycylinę), Enterococcus faecalis, Escherichia coli, Proteus,

Klebsiella, Enterobacter, Pseudomonas aeruginosa, Clostridium difficile

3. grzyby:

drożdżaki z rodzaju Candida, grzyby pleśniowe z rodzaju

Aspergillus

4. pierwotniaki i robaki

(owsica)



Drogi szerzenia się zakażeń szpitalnych

a) bezpośrednie,

np. ręce personelu

b) pośrednie

- powietrzno-kropelkowa

- wodno-pokarmowa

- skażone narzędzia i urządzenia, np. krwią



Zapobieganie i zwalczanie zakażeń szpitalnych:

- higiena szpitalna

(codzienne czyszczenie, sprzątanie

pomieszczeń i sprzętów,

prawidłowa dezynfekcja

miejsc,

sprzętów, aparatury, narzędzi, usuwanie i utylizacja odpadów

szpitalnych,

prawidłowo prowadzone i skutecznie

kontrolowane procesy sterylizacji

, przestrzeganie higieny

osobistej pacjentów, właściwe postępowanie z brudną

bielizną,

używanie rękawiczek, mycie i dezynfekcja rąk

przez personel)

- zabezpieczenie wrót zakażenia (skuteczna antyseptyka

skóry chorego przed zabiegami inwazyjnymi, skuteczna

dekontaminacja narzędzi,

prawidłowe przygotowanie

zespołu operacyjnego i bloku zabiegowego, opieka nad raną

operacyjną i miejscem wkłucia)

- Komitet Kontroli Zakażeń Szpitalnych, Zespół Kontroli

Zakażeń Szpitalnych

DEKONTAMINACJA

to proces usuwania lub zabicia drobnoustrojów,

doprowadzający do tego, że materiały stają się

bezpieczne dla zdrowia. Obejmuje:

oczyszczanie

dezynfekcję

sterylizację

Dezynfekcja

to proces zmniejszający liczbę patogennych

drobnoustrojów znajdujących się na przedmiotach

bądź skórze do poziomu, który nie zagraża zdrowiu

ludzi; to proces prowadzący do

zabicia głównie form

wegetatywnych bakterii.

Dezynfekcji podlegają

narzędzia i sprzęt, które mają bezpośredni

kontakt z

nieuszkodzoną powierzchnią skóry.

Dezynfekcja wysokiego poziomu

to proces prowadzący do zabicia

nie tylko wrażliwych

form wegetatywnych: bakterii, grzybów, wirusów ale

także prątków gruźlicy i enterowirusów

przy użyciu

preparatów dezynfekcyjnych o szerokim spektrum

działania. Tej dezynfekcji podlegają narzędzia i sprzęt,

który nie może być sterylizowany ze względów

technicznych, a ma

kontakt z nieuszkodzonymi

błonami śluzowymi.

Sterylizacja

to proces, w wyniku którego całkowitemu zniszczeniu

ulegają

wszystkie patogenne drobnoustroje, ich formy

wegetatywne i przetrwalnikowe (spory, zarodniki).

Sterylizacji podlegają narzędzia i sprzęt, który ma

kontakt z uszkodzonymi tkankami lub narusza

ciągłość powłok ciała.

Aseptyka

to postępowanie polegające na posługiwaniu się

materiałem i narzędziami wyjałowionymi (sterylnymi).

Antyseptyka

to postępowanie polegające na wstrzymaniu rozwoju

bakterii lub ich niszczeniu przez stosowanie

chemicznych środków antyseptycznych.

Zasady aseptyki:

Przy wykonywaniu zabiegów aseptycznych (jałowych)

należy:

- umyć higienicznie ręce przed i po zabiegu

- założyć rękawiczki jednorazowego użytku (czyste lub

jałowe)

- posługiwać się jałowymi narzędziami (najlepiej sprzętem

jednorazowego użytku) i jałowym materiałem

opatrunkowym

- sprzęt jednorazowego użytku przechowywać w

oryginalnych pojemnikach, np. kartonach

- przygotowując sprzęt do zabiegu należy sprawdzić: datę

upływu gwarancji, szczelność opakowania; opakowanie

otwierać tak, aby sprzętu nie zainfekować

- sprzęt wielokrotnego użytku wyjmować odpowiednio długimi, jałowymi

narzędziami, przechowywanymi w sposób jałowy; jeśli stosuje się

pakiety nie ma potrzeby używania, np. pęset „podających”

- wszystkie narzędzia i materiał opatrunkowy nieużyty podczas zabiegu

należy wyjałowić ponownie

- miejsce (pole zabiegu) przemyć środkiem antyseptycznym, z

zachowaniem kierunku, czasu kolejności mycia, dostosowanym do

rodzaju środka

- uważać, aby jałowym sprzętem nie dotykać przedmiotów znajdujących

się poza polem działania, w przypadku zakażenia – sprzęt wymienić

- po zakończonym zabiegu używany sprzęt wielokrotnego użytku

umieścić w płynie dezynfekcyjnym, sprzęt jednorazowego użytku w

pojemnikach na odpady, a zużyty materiał opatrunkowy włożyć do

foliowego worka i przeznaczyć do spalenia

- sprzęt dezynfekować zgodnie z aktualnie obowiązującą instrukcją

stosowania środków dezynfekcyjnych.



Wskazania do codziennego (zwykłego) mycia

rąk

, które

usuwa większość drobnoustrojów

przejściowych z niezbyt zabrudzonych rąk

- przed jedzeniem

- przed rozpoczęciem pracy

- po czynnościach biurowych, gospodarczych

- po wyjściu z toalety

po długich przerwach w pracy

3-5 ml preparatu myjącego, mycie energiczne, 10-15

sek, technika Ayliffe



Wskazania do higienicznego mycia rąk

, które

eliminuje wszystkie drobnoustroje przejściowe i

częściowo stałe

- przed wykonaniem i po wykonaniu inwazyjnych

zabiegów (iniekcje, pobranie krwi, cewnikowanie,

opatrunki, punkcje)

- przed i po pielęgnacji chorego, np. kąpiel, ścielenie łóżka

- przed i po dotknięciu ran, cewników naczyniowych,

moczowych, drenów, sond

- przed i po zabiegach diagnostycznych, leczniczych,

pielęgnacyjnych, rehabilitacyjnych przebiegających z

użyciem niejałowych rękawiczek jednorazowego użytku

przed założeniem jałowych rękawiczek i po ich

zdjęciu

- po kontakcie z krwią, płynami ustrojowymi,

wydalinami, wydzielinami chorego

- po opuszczeniu boksów izolujących chorych zakaźnie

- po zdjęciu maski chirurgicznej, po użyciu chusteczki

do nosa, po kaszlu lub kichaniu w dłonie

przed wejściem do sali operacyjnej, gabinetu

zabiegowego, przed pracą z jałowym materiałem

3-5 ml preparatu myjącego,

mycie higieniczne

, 30-60

sek, technika Ayliffe

3-5 ml alkoholowego preparatu antyseptycznego,

dezynfekcja higieniczna

, 30-60 sek, technika Ayliffe

Higiena rąk – zasady ogólne



obetnij krótko paznokcie



nie wycinaj skórek



nie zakładaj w pracy pierścionków i obrączki



nie noś sztucznych lub lakierowanych paznokci



nie pracuj w odzieży z długim rękawem, zrezygnuj

także z noszenia w pracy zegarka lub bransoletki



myj ręce bieżącą wodą



zmocz ręce przed nałożeniem preparatu myjącego



dokładnie osuszaj ręce przed dezynfekcją



zakręcaj kurek przy użyciu suchego ręcznika

jednorazowego

Proces dezynfekcji możemy przeprowadzić, stosując

metody

fizyczne (nietermiczne):

promieniowanie nadfioletowe,

ultradźwięki i filtracja do odkażania roztworów i powietrza

- termiczne:

a) ciepło suche

b) ciepło wilgotne:

pasteryzacja

- ogrzanie płynu w temperaturze 65

C przez 30

min. lub w temperaturze 75

C przez 10 min., np. do odkażania

mleka (Brucellae, Salmonellae, prątki gruźlicy).

- dekoktacja

– proces niszczenia drobnoustrojów przez działanie

wrzącej wody lub pary wodnej w normalnym ciśnieniu przez 15-

20 minut. Giną formy wegetatywne.

tyndalizacja

– niszczenie drobnoustrojów bieżącą parą wodną w

czasie 30 minut poprzez powtarzanie zabiegu w odstępach co

24 godz. Przeprowadzana jest w aparatach Kocha, niszczy

spory bakteryjne.

gotowanie

– w temperaturze 100

C przez 10-30 min., eliminuje

większość form wegetatywnych bakterii i wirusów, z wyjątkiem

wirusa żółtaczki zakaźnej i spor (przetrwalników) bakteryjnych.

wyparzanie wodą

o temperaturze 100

C pozwala na

zmniejszenie liczby drobnoustrojów.

para wodna przy normalnym ciśnieniu atmosferycznym

temperaturze 100

C jest środkiem bakteriobójczym o szerokich

możliwościach stosowania w warunkach szpitalnych.

para wodna w nadciśnieniu

ma zastosowanie w autoklawach

grawitacyjnych, służy do unieszkodliwiania posiewów

bakteryjnych, zużytego sprzętu jednorazowego, odpadów

zakaźnych.

Ten proces nie spełnia standardów sterylizacji.



Sprzęt medyczny do dezynfekcji termicznej:

dezynfektory termiczne

do kuchni mlecznej (mycie

butelek)

laboratoryjne myjnie dezynfektory

(mycie kolb,

probówek, pipet)

płuczki dezynfektory

(opróżnianie, mycie, dezynfekcja

basenów, kaczek, misek, ssaków)

myjnie parowe

(urządzenia do mycia i dezynfekcji

powierzchni)

mechaniczne myjnie dezynfektory

(mycie i dezynfekcja

narzędzi chirurgicznych, sprzętu anestezjologicznego,

sprzętu o skomplikowanej budowie)

- termiczno-chemiczne

-automatyczne dezynfektory termiczno-chemiczne

pozwalają na

obniżenie temperatury przez użycie chemicznych preparatów,

które działają w temp. 60

C przez 10 min. w zakresie

bakteriobójczym (B), grzybobójczym (F), prątkobójczym (Tbc),

wirusobójczym (V). Służą do dezynfekcji endoskopów miękkich

(próba szczelności i drożności, mycie i czyszczenie, dezynfekcja

właściwa, płukanie sterylną wodą i suszenie urządzenia); cykl

trwa około 30 minut.

myjnie ultradźwiękowe

do urządzeń laparoskopowych, które

wykorzystują preparaty myjąco -dezynfekcyjne, w temperaturze

-komory dezynfekcyjne

do dezynfekcji np. materacy, kocy,

poduszek, lóżek, sprzętu ortopedycznego, rehabilitacyjnego.

- chemiczne -

polegają na zastosowaniu

chemicznych substancji inaktywujących

drobnoustroje.

Chemiczne preparaty pozwalają na

dezynfekcj

- powierzchni szpitalnych (podłóg, ścian, glazury,

terakoty, stolików)

- narzędzi medycznych i aparatury medycznej

- sprzętu medycznego (łóżek, przyborów)

- bielizny szpitalnej

- wydalin, odpadów zakaźnych.



Wybrane preparaty do

dezynfekcji narzędzi

zaopiniowane przez PZH:

Aldesan E+aktywator,

nierozcieńczony, 10 min (B, F, V), 1h (B, Tbc, F, V),

10h (B, Tbc, F, V, S)

Cidex

Lysoformin 3000,

2% 15 min (B, V)

Virkon,

2% 10 min (B, V)

Septo DN

, 1% (urządzenia myjąco – dezynfekujące), 5 min, 60

C (B, Tbc, F,



Wybrane preparaty do

dezynfekcji powierzchni

zaopiniowane przez PZH:

Chloramina T

, 5% (powierzchnie zanieczyszczone substancjami

organicznymi), 15 min (B, V)

Alkohol etylowy

, 70-80%, 10 min (B, V)

Incidur Spray

, stężony, 10 min. (B, F, V)

ncidin Liquid

Spray

, stężony, 15 min.

(B, F)

Aldesan E+ aktywator

, stężony, 10 min (B, F, V)

Lysoformin 3000

, 1%, 15 min (B, F)



Chemiczne preparaty o wysokim rozcieńczeniu –

określane są mianem preparatów (środków)

antyseptycznych

stosowane są na:

rany

(Rivanol 0,1%, 1:1000 KMNO

)

- błony śluzowe (Rivanol 0,1%, 1:10 000 KMNO

, Skinsept

mucosa, Skinsept oral)

- skórę (Dodesept, Softasept N-spray, Skinsept Color/Pur-

spray,)

- skórę rąk (AHD 2000 Sterisol, Skinman, Spitaderm,

Biotensid); przed wymagają umycia w: Skinsept soap,

Sterisol gel, Seraman, Manisoft; po dezynfekcji wymagają

pielęgnacji: Sterisol hudlotion, Silonda, Silonda lipid.



Preparaty dezynfekcyjne zawierają różne substancje

aktywne inaktywujące drobnoustroje:

- aldehydy (formalina, aldehyd glutarowy)

- alkohole (alifatyczne, aryloalifatyczne)

- chlorowce (chlor, jod, podchloryn sodu, chloraminy)

- pochodne biguanidyny (chlorheksydyna)

- związki fenolu (bifenole)

- kationowe związki powierzchniowo czynne (amfolity)

- związki utleniające (nadmanganiany).



Wady dezynfekcji chemicznej:

- szkodliwe działanie na personel, pacjentów,

środowisko

- wytwarzanie oporności drobnoustrojów na preparaty

- trudność w ocenie skuteczności dezynfekcji

- niszczenie sprzętu (korozja, matowienie,

przebarwienia, pękanie)

- szkodliwe działanie źle dobranego preparatu np.

formaldehyd i guma.

Zasady sporządzania roztworów roboczych do

dezynfekcji chemicznej (

Komunikat MZiOS Dz. U.

nr 11 z 1996r.)

. nie wolno stosować do dezynfekcji powierzchni,

sprzętu medycznego z gumy i tworzyw sztucznych,

mającego

bezpośredni

kontakt

tkankami

(endoskopy) lub układem oddechowym (sprzęt

anestezjologiczny)

preparatów

zawierających

formaldehyd

2. w przypadku stosowania preparatów zawierających

aldehyd glutarowy jego stężenie nie może

przekraczać 0,2% w roztworach użytkowych,

dezynfekcję tym preparatem można przeprowadzać

wyłącznie

pomieszczeniach

prawidłową

wentylacją, w miejscach pobytu ludzi jednorazowo

można dezynfekować tym preparatem małe

powierzchnie (ok. 2m

), gdy dezynfekowane są

większe, pomieszczenie może być udostępnione

pacjentom,

personelowi

dokładnym

wywietrzeniu; preparaty z aldehydem glutarowym w

urządzeniach spryskujących mogą być stosowane

tylko do dezynfekcji trudno dostępnych powierzchni

3. do dezynfekcji powierzchni stosuje się preparaty

skutecznie działające w czasie 15 min., preparaty

wymagające czasu dłuższego niż 15 min. stosuje się

do dezynfekcji sprzętu i przedmiotów, które można

zanurzyć lub wypełnić płynem

4. powierzchnie wolne od zanieczyszczeń organicznych

dezynfekuje

się

preparatami

bakteriobójczymi,

powierzchnie

zanieczyszczone

substancjami

organicznymi, np. krwią – preparatami bakterio- i

wirusobójczymi

(wskazane

prątkobójcze

grzybobójcze); plamy krwi trzeba zasypać preparatem

lub zalać roztworem o szybkim działaniu, po

zalecanym czasie materiał usunąć (traktując go jako

zakaźny), powierzchnie ponownie zdezynfekować i

umyć

. po zakończeniu procesu należy dokładnie

wypłukać narzędzia wodą (przegotowaną-w

przypadku działania dezynfekcyjnego, sterylną-

działania sporobójczego)

. roztwory użytkowe należy przygotowywać w

wyznaczonym do tego pomieszczeniu zamkniętym,

niedostępnym dla osób niepowołanych, ze sprawnie

działająca wentylacją, stosując środki ochrony

osobistej: rękawiczki z lateksu, a przy preparatach

zawierających aldehyd glutarowy i alkohol

izopropylowy z tworzyw butadienowo-styrenowych,

winylowych oraz fartuchy, okulary

. roztwory należy sporządzać codzienne, chyba że

istnieje możliwość kontroli stężenia substancji

czynnej to rzadziej, najdłuższy okres przechowywania

roztworu w pojemniku zamkniętym nie może

przekraczać 7 dni; do przygotowania roztworów

preparatów przeznaczonych do dezynfekcji narzędzi

lekarskich należy używać jałowej wody destylowanej,

do dezynfekcji powierzchni i przedmiotów jałowej

wody twardej lub kierować się zaleceniami

producenta; nie wolno dopełniać naczyń

zawierających częściowo zużyty roztwór; naczynia po

zużytym roztworze należy wysterylizować lub

zdezynfekować termicznie lub umyć i zdezynfekować;

osoba sporządzająca roztwór oznacza na pojemniku

nazwę preparatu, stężenie, datę i składa swój podpis;

stężenie roztworu musi być dostosowane do

zagrożenia i możliwości zastosowania wymaganego

czasu dezynfekcji; należy dążyć do stosowania

najniższego z koniecznych stężeń roztworu;

preparaty dezynfekcyjne przechowywać w

oryginalnych opakowaniach; zabrania się używania

preparatów dezynfekcyjnych w urządzeniach

rozpylających w oddziałach gruźliczych

. preparaty wymagające połączenia z aktywatorem nie

mogą być używane dłużej jak 14 dni; na opakowaniu

należy zaznaczyć datę wsypania aktywatora.

Idealny preparat dezynfekcyjny

- natychmiastowe działanie w niskim stężeniu na szeroki

zakres drobnoustrojów, bez wywoływania wzrostu ich

oporności

- dobra biodegradacja, brak toksycznego działania, brak

zapachu

- duża trwałość koncentratu i roztworów użytkowych

- dobra rozpuszczalność w wodzie

- wysoka tolerancja na wodę twardą i substancje

organiczne

- brak działania korodującego

- brak barwy i drażniącego działania na skórę

- niska cena.

Postępowanie z narzędziami medycznymi (z

wyjątkiem endoskopów) po zabiegu na

oddziale (w laboratorium):

dezynfekcja,

mycie mechaniczne, ręczne lub ultradźwiękowe,

płukanie,

suszenie,

kontrola techniczna,

pakowanie,

wyjaławianie.

Postępowanie ze sprzętem wielokrotnego użytku –

endoskopy po użyciu:



oczyścić ze śluzu



umyć



zdezynfekować



wypłukać



wysuszyć



zapakować



Metody sterylizacji:

a) gorąca sterylizacja

- sterylizacja suchym gorącym powietrzem

(wyroby szklane,

porcelanowe, metalowe, oleje, wosk, gliceryna, pudry) w

sterylizatorach na suche gorące powietrze (wyjaławiacze

elektryczne)

1. dla urządzeń z wymuszonym obiegiem powietrza:

- 160

C; 120 min.

- 180

C; 45 min

- 200

C; 30 min

2. dla urządzeń bez wymuszonego obiegu powietrza:

- 160

C; 150 min

- 180

C; 60 min

- sterylizacja parą wodną w nadciśnieniu

(bielizna, materiał

opatrunkowy, narzędzia, rękawice, materiały gumowe, tworzywa

sztuczne, woda, płyny infuzyjne, unieszkodliwianie posiewów

mikrobiologicznych i zużytego sprzętu jednorazowego użytku) w

autoklawach

- temperatura 121

C, 1 atm, 15 min

- temperatura 134

C, 2 atm, 5,3 min

metoda grawitacyjna

(powietrze usuwane jest ze zbiornika

ciśnieniowego przez wypieranie go nasyconą parą)

metoda próżniowa

(powietrze usuwa się z komory za pomocą

pomp próżniowych, a następnie wprowadzana jest para wodna w

nadciśnieniu; usunięcie pary i suszenie wsadu osiąga się przez

wytworzenie próżni po wstępnym wyrównaniu ciśnienia)

zimna sterylizacja

- sterylizacja radiacyjna

na skalę przemysłową (materiały

opatrunkowe, bielizna operacyjna jednorazowego

użytku, leki, implanty, sprzęt jednorazowego użytku:

strzykawki, igły, cewniki, sondy, aparaty do transfuzji);

nie można sprzętu resterylizować

sterylizacja tlenkiem etylenu (TE

): urządzenia optyczne,

elektryczne, respiratory, urządzenia sztucznej nerki; na

skale przemysłową i w warunkach szpitalnych (artykuły

wielokrotnego użytku z tworzyw sztucznych). Stężenie

TE 750 mg/l, temp. 50+- 8

C, wilgotność 40%, czas 4

godz.

Pomieszczenia dobrze wentylowane (6-10 wymian

powietrza na godzinę), nie wolno zatrudniać przy

obsłudze kobiet ciężarnych (działanie karcinogenne,

mutagenne), gaz trujący od stężenia 0,5 ppm, zaś

wyczuwalny powonieniem przy 30-50 ppm (w

pomieszczeniach do sterylizacji nie wolno przechowywać

płynów w pojemnikach plastikowych, kwiatów).

Wymaga

degazacji

w specjalnych pomieszczeniach lub z

użyciem aeratorów (60

C, obieg filtrowanego powietrza).

7 dni wietrzenia przedmiotów z tworzyw sztucznych w

temperaturze pokojowej, 12 godzin w komorach

areacyjnych.

sterylizacja niskotemperaturowa

- sterylizacja formaldehydowa (F):

rozruszniki serca,

endoskopy, elementy optyki. 4,5 godz., 48

C lub

sterylizacja plazmowa (nadtlenek wodoru):

przedmioty medyczne wrażliwe na temperaturę

;

1,5 godz.

- sterylizacja kwasem nadoctowym:

endoskopy, sprzęt

anestezjologiczny, 50-55

C, 30 min.

Kontrola sterylizacji:



wskaźniki fizyczne

(termometry, manometry,

wskaźniki czasu, kontrolki świetlne)



wskaźniki chemiczne

STEAM – sterylizacja parą wodną

DRY – sterylizacja suchym gorącym powietrzem

EO - sterylizacja tlenkiem etylenu

IRRAD – sterylizacja promieniowaniem jonizującym

FORM – sterylizacja formaldehydem



Wskaźniki chemiczne do kontroli sterylizacji para wodną w

nadciśnieniu:

1. Taśma kontrolna (

ukośne linie zmieniają barwę z białej na szarą)

2. Wskaźnik emulacyjny TST (

pasek zmienia barwę

z żółtej na

fioletową)



Wskaźniki do kontroli sterylizacji suchym gorącym

powietrzem:

1. Taśma kontrolna (

znaki w kształcie litery V zmieniają się z

zielonej na brunatną)

2. Rurki Browne’a typu 5 (

zmiana barwy z czerwonej na zieloną)



Wskaźniki chemiczne do kontroli sterylizacji tlenkiem

etylenu:

1. Taśma kontrolna (

brązowe napisy „gas” zmieniają się na zielone)

2. Test paskowy EOp (

zmiana koloru czerwonego na zielony)



Wskaźniki chemiczne do kontroli sterylizacji formaldehydem:

1. Groszek samoprzylepny (

zmiana barwy z niebieskiej na żółtą)

2. Test paskowy (

zmiana barwy z niebieskiej na zieloną).



wskaźniki biologiczne:

1. Sporal S (

sterylizacja suchym gorącym powietrzem, krążki bibuły

przenieść na pożywkę i inkubować 7 dni)

2. Sporal A

(sterylizacja para wodną, bibułowy pasek inkubuje się na

pożywce 14 dni)

3. Biologiczny test fiolkowy (

sterylizacja parą wodną, po 8, 12, 18,

24, 48 godz. odczytuje się wynik, zmiana koloru na żółty to

nieskuteczna sterylizacja)

4. Test do kontroli skuteczności sterylizacji tlenkiem etylenu

(test fiolkowy, odczyt po 48 godz, nieskuteczny proces to zmiana

koloru pożywki na żółty)

5. Test do kontroli skuteczności sterylizacji formaldehydowej

(

test bibułowy lub fiolkowy)

Wg zaleceń WHO, PZH proces sterylizacji

każdorazowo powinien być kontrolowany

wskaźnikami fizycznymi i chemicznymi; w

przypadku sterylizacji tlenkiem etylenu każdy

proces powinien być kontrolowany

biologicznie; w pozostałych sposobach

sterylizacji kontrola wskaźnikami

biologicznymi powinna odbywać się okresowo

(raz w tygodniu, najrzadziej raz w miesiącu, a

wg PZH raz na kwartał)



Rodzaje opakowań sterylizacyjnych:

a) pojemniki wielokrotnego użytku (

pojemniki

sterylizacyjne z filtrem

jednorazowym lub

wielorazowym,

pojemniki sterylizacyjne z zaworem,

siatki sterylizacyjne

) do sterylizacji w

autoklawach

narzędzi chirurgicznych, bielizny operacyjnej,

rękawiczek chirurgicznych, szkła laboratoryjnego)

jednorazowe opakowania

specjalistyczne do

sterylizacji

suchym gorącym powietrzem, parą wodną

w nadciśnieniu, tlenkiem etylenu, metodą radiacyjną,

plazmową, formaldehydem

. Zaliczamy do nich:

- włókniny - do pakietowania przy dużym ciężarze tac

- papier krepowany (sterylizacyjny). Należy stosować podwójną

warstwę opakowań: papier i włóknina lub dwie warstwy

papieru.

- rękawy foliowe (TYVEK, zamykane zgrzewarką – do sterylizacji

plazmowej, nie nadają się do sterylizacji parowej, ulegają

topnieniu

- rękawy (torebki) papierowo-foliowe (WIPAK): zgrzewarka

impulsowa do sterylizacji suchym gorącym powietrzem,

zgrzewarka rolkowa lub impulsowa do sterylizacji parowej i

gazowej. Są dostępne samozamykające, jednostronnie

przezroczyste torebki. Rękawy (torebki) należy wypełniać do

3/4 objętości.

- torebki osłonowe.



Okres przechowywania narzędzi medycznych

opakowanych w

- torebki papierowe zamykane zgrzewarką – 4 tygodnie

rękawy papierowo-foliowe zamykane zgrzewarką: pojedyncza

torba – 6 miesięcy, dwie torby jedna w drugiej indywidualnie

zgrzane – 12 miesięcy, opakowanie dodatkowo umieszczone w

torebce osłonowej – 5 lat

pojemniki sterylizacyjne z filtrem 1 miesiąc,

pojemniki sterylizacyjne z zaworem 6 miesięcy.



Przechowywać w pomieszczeniach suchych, czystych, z dala od

promieni słonecznych, w temp. 18-22

C, w szafach

zamkniętych. Nie narażać na przesuwanie, przenoszenie,

uszkodzenia mechaniczne.

Uniwersalne środki ostrożności w zapobieganiu

przenoszenia HIV/HBV/HCV:



przestrzegać zasad aseptyki



przestrzegać zasad antyseptyki



przestrzegać mycia rąk



stosować mechaniczne środki ostrożności



właściwie postępować ze sprzętem i materiałem

jednorazowego użytku (szczególnie z igłami, ostrymi

narzędziami)



właściwie postępować ze sprzętem wielokrotnego użytku



właściwie postępować przy uszkodzonej skórze i błonach

śluzowych



właściwie postępować przy rozlaniu krwi



właściwie transportować krew i inne materiały do badań

analitycznych



właściwie postępować przy usuwaniu odpadów



przestrzegać zasad obowiązujących przy przetaczaniu

krwi lub środków krwiopochodnych, prowadzeniu

sztucznego oddychania



właściwie postępować z bielizną, na której są ślady krwi

lub innych płynów ustrojowych



eliminować z pracy pośpiech, niedbalstwo, złą

organizację pracy



monitorować zakażenia na terenie zakładów opieki

zdrowotnej



zapewnić dostateczna ilość sprzętu jednorazowego

użytku.

HIV

HBV

Dawka zakażająca krwi: 0.1 ml 0.00004

Prawdopodobieństwo zakażenia 0.4% 20%

Wrażliwość na temperaturę 56

C 120

Wrażliwość na związki chemiczne wrażliwy na

niektóre

Czynne uodparnianie brak

ENGERIX-B

ZAKAŹNE PŁYNY USTROJOWE

KREW

INNY POTENCJALNIE INFEKCYJNY MATERIAŁ (IPIM):

Nasienie

Wydzielina z pochwy

Płyn mózgowo-rdzeniowy, owodniowy, z opłucnej, otrzewnej,

osierdzia, stawowy

Żółć, mleko kobiece

Ślina w czasie zabiegów dentystycznych

Każdy płyn ustrojowy zawierający domieszkę krwi

Tkanki lub narządy pobierane od pacjenta.

NIEZAKAŹNE PŁYNY USTROJOWE: stolec, mocz, ślina, łzy, pot.

To również otarcia naskórka powyżej 24 godz., „stare rany” powyżej

3 dni.

RODZAJE EKSPOZYCJI NA ZAKAŻENIE HIV

Wątpliwa

– profilaktyka poekspozycyjna nie

oferowana.

Prawdopodobna

- profilaktyka poekspozycyjna

oferowana

Wyraźna

- profilaktyka poekspozycyjna zawsze

oferowana

Masywna

- profilaktyka poekspozycyjna zawsze

oferowana

POSTĘPOWANIE PO EKSPOZYCJI na materiał zawierający HIV

Natychmiast usunąć krew lub IPIM, umyć ranę ciepłą wodą z

mydłem, pozwolić na swobodny wypływ krwi z rany,

zdezynfekować obszar rany 2x, zabezpieczyć ranę opatrunkiem

wodoszczelnym, oczy spłukać 0.9% NaCL lub bieżącą wodą,

wypluć krew lub IPIM z jamy ustnej, przepłukać kilkanaście razy

wodą jamę ustną

Dokonać oceny ryzyka zakażenia

Oznaczyć w surowicy krwi przeciwciała anty-HIV, antygen HBs,

przeciwciała anty-HCV

Odnotować okoliczności ekspozycji w protokole powypadkowym,

raporcie pielęgniarskim, zgłosić przełożonemu

Powiadomić lekarza odpowiedzialnego za postępowanie

poekspozycyjne

Rozważyć podanie leków antyretrowirusowych, omówić styl

życia

7. Rozpocząć podawanie leków bezpośrednio po

ekspozycji (optymalny czas 2-4 godzin, nie później

jak 48 godzin)

8. Kontrola przeciwciał anty-HIV, antygenu HBs,

przeciwciał anty-HCV po 6 tygodniach, 3 i 6

miesiącach

9. Kontrola co 7 dni w trakcie leczenia

antyretrowirusowego morfologii krwi,

aminotransferaz, mocznika, kreatyniny, amylazy w

surowicy krwi.

POSTĘPOWANIE PO EKSPOZYCJI na materiał

zawierający HBV:

Jest zależne od wyniku badania na antygen HBs i

ewentualnych szczepień otrzymanych w przeszłości

przez osobę eksponowaną

Osoba zakażona HBV (HBsAg+):

bez immunoglobuliny

i szczepionki

Osoba nie zakażona, nie szczepiona przeciw WZW B

immunoglobulina anty HBs, szczepionka 3 dawki

Osoba szczepiona przeciw WZW B do 36 miesięcy

: nic

Osoba szczepiona przeciw WZW B ponad 36 miesięcy

immunoglobulina anty-HBs, szczepionka 1 dawka

Znany jest poziom przeciwciał anty-HBs:

Powyżej 100IU/l

– bez immunoglobuliny i szczepionki

Od 100 do 10 IU/l

– immunoglobulina nie, 1 dawka

szczepionki

Poniżej 10 IU/l

– immunoglobulina, 3 dawki

szczepionki

Jeżeli osoba eksponowana nie jest zakażona HBV w

momencie ekspozycji, powinna być zbadana

ponownie po 3 i 6 miesiącach.

Literatura:



Ciuruś M.J.: Zapobieganie zakażeniom w gabinetach

zabiegowych a jakość usług medycznych. Adi, Łódź 1999.



Dzierżanowska D., Jeliasiewicz J. (red.): Zakażenia szpitalne. A-

medica press, Bielsko Biała 1999.



Nosowska K.: Podstawy sterylizacji i dezynfekcji w zwalczaniu

zakażeń szpitalnych. Czelej, Lublin 1999.



Piegdoń G., Rzewuska I., Pękacki J.: Wybrane zagadnienia z

tematyki zakażeń szpitalnych. Auxilium, Warszawa 1996.



Postępowanie zapobiegawcze i diagnostyczne w przypadku

zakażenia HIV i zachorowania na AIDS – zalecenia dla

pracowników medycznych. Krajowe Biuro Koordynacyjne ds.

Zapobiegania AIDS. Warszawa 1996.

Document Outline