LABORATORIUM 3 
 

Temat: WŁAŚCIWOŚCI BIAŁEK I KWASÓW NUKLEINOWYCH. 

REAKCJE CHARAKTERYSTYCZNE. 

 
 
Zadanie 1. Wykrywanie aminokwasów w reakcji z ninhydryną. 
 

Reakcja aminokwasów z ninhydryną jest wykorzystywana do jakościowego i ilościowego 

oznaczania  aminokwasów  i  wolnych  grup  NH

3

.  Aminokwasy  reagują  z  ninhydryną  przy 

wartościach pH powyżej 4, dając produkty o barwie niebieskofioletowej. Intensywność barwy 
jest  proporcjonalna  do  zawartości  wolnych  grup  α-  NH

3

  w  próbie.  W  reakcji  bierze  udział 

zarówno grupa aminowa jak i karboksylowa. Aminokwasy pod wpływem ninhydryny ulegają 
utlenieniu-  poprzez  iminokwasy  do  amoniaku,  dwutlenku  węgla  i  aldehydu  uboższego  
o  1  atom  węgla.  Następnie  w  wyniku  kondensacji  2  cząsteczek  ninhydryny:  zredukowanej  
i  utlenionej  z  amoniakiem  powstaje  fioletowoniebieskie  zabarwienie,  którego  natężenie  jest 
proporcjonalne do zawartości azotu α- aminowego aminokwasów. Dwa aminokwasy, prolina 
i hydroksyprolina nie posiadają wolnych grup NH

3

, reagują więc inaczej niż pozostałe, dając 

produkt o barwie żółtej. 
 

·  Wykonanie:  

 
Do probówek odmierzyć kolejno po 1 ml:  

-  1 % hydrolizatu białka, 
-  1% roztworu glicyny,  
-  1% roztworu proliny,  
-  1% roztworu żelatyny.  

 
-Następnie do wszystkich probówek wlać po 0,5 ml etanolowego roztworu ninhydryny. 
-Ogrzewać przez 3 minuty we wrzącej łaźni wodnej.  
 
Po  zakończeniu  reakcji  pojawia  się  intensywne  zabarwienie  fioletowe  lub  żółte  w  próbach 
zawierających aminokwasy lub jasnoniebieskie w obecności białka.  
Zanotować wyniki i zinterpretować je. 
 
 
Zadanie 2. Wykrywanie białek i aminokwasów aromatycznych metodą 
                    ksantoproteinową.    
 

Podczas  ogrzewania  w  środowisku  stężonego  kwasu  azotowego  aminokwasów 

aromatycznych i białek zawierających w swoim składzie aminokwasy aromatyczne dochodzi 
do utworzenia pochodnych nitrowych (związki aci- nitrowe), które w środowisku alkalicznym 
dają intensywne żółtopomarańczowe zabarwienie. 
 

·  Wykonanie:  

 
Do probówek odmierzyć kolejno po 1 ml:  

-  1 % hydrolizatu białka,  
-  2% roztworu albuminy,  

-  1% roztworu tryptofanu 
-  1% roztworu glicyny.  

 
-Do każdej próby dodać po 1ml stężonego kwasu azotowego. 
-Ogrzewać przez 5 minut we wrzącej łaźni wodnej.  
-Po ochłodzeniu probówek należy bardzo ostrożnie (reakcja silnie egzotermiczna!!!), małymi 
 porcjami, stale mieszając, dodawać 3,5 ml 20% roztworu NaOH.  
 
Po zalkalizowaniu próby pojawia się barwa żółtopomarańczowa.  
Zanotować wyniki i zinterpretować je. 
 
 
Zadanie 3. Wytrącanie białek jonami metali ciężkich. 
 

Jeżeli  wartość  pH  jest  większa  od  pI,  cząsteczki  białka  stają  się  anionami  i  mogą 

reagować  z  kationami.  Kationy  metali  ciężkich  (Fe

3+

,  Cu

2+

,  Hg

2+

,  Pb

2+

)  dają  z  białkami 

nierozpuszczalne  kompleksy,  powodując  duże  zmiany  strukturalne  w  obrębie  cząsteczki 
białka.  Wytrącają  się  osady  denaturowanego  białka  nierozpuszczalne  w  wodzie  ani  
w nadmiarze soli. 
 

·  Wykonanie:  

 
-Do dwóch probówek odmierzyć po 1ml 0,2% roztworu albuminy.  
-Do 1 probówki - dodać parę kropel octanu ołowiu - (CH

2

COO)

2

Pb (trucizna). 

-Do 2 probówki - parę kropel chlorku rtęciowego- HgCl

2

 (trucizna).  

 
Zanotować wynik i wyjaśnić przyczyny obserwowanego zjawiska. 
 
Zadanie 4. Wytrącanie białek etanolem. 
 

Rozpuszczalniki organiczne, w tym etanol czy aceton, powodują dehydratację otoczki 

wodnej  wokół  cząsteczki  białka  zmniejszając  tym  samym  jej  rozpuszczalność  (wypadanie 
białka z roztworu) oraz wywołując zmiany denaturacyjne w jej obrębie. Jeżeli rozpuszczalniki 
te działają krótko i w niskiej temperaturze (poniżej 0 

0

C), białko nie ulega denaturacji i można 

je  rozpuścić.  Wytrącanie  w  temperaturze  pokojowej  przy  długotrwałym  działaniu 
rozpuszczalników  organicznych,  prowadzi  do  denaturacji  białka  i  staje  się  ono 
nierozpuszczalne.  
 
Wykonanie:  
  
-Odmierzyć do dwóch probówek po: 

-  2 ml etanolu 
-  i dodać po 0,5 ml roztworu białka jaja kurzego.  

-Natychmiast po wytrąceniu osadu: 

-  do jednej probówki dodać 10 ml wody,  
-  a drugą probówkę pozostawić na 30 minut. Po tym czasie dodać do niej również 10 ml 

wody.  

 
Zanotować wynik, porównać efekt w obu probówkach i wyjaśnić przyczyny obserwowanego 
zjawiska. 

Zadanie 5. Wysalanie białek 
 

Białka  rozpuszczalne  w  wodzie  można  wytrącić  z  roztworu  dużym  stężeniem  soli. 

Proces ten nazywamy wysalaniem. Sole wiążące wodę pozbawiają cząsteczki białka płaszcza 
wodnego, co zmniejsza ich rozpuszczalność i prowadzi do wytrącania z roztworu. Najczęściej 
do  wysalania  stosuje  się  (NH

4

)

2

SO

4

,  Na

2

SO

4

  lub  MgSO

4

.  Wysalanie  jest  procesem 

odwracalnym.  Po  zmniejszeniu  stężenia  soli,  można  ponownie  rozpuścić  wytrącone  białko. 
Wykazuje ono swoje rodzime właściwości, ponieważ wysalanie nie powoduje denaturacji.   

Albuminy  można  oddzielić  od  globulin  wykorzystując  ich  różną  rozpuszczalność  w 

stężonych  roztworach  soli.  Globuliny  tracą  wodę  hydratacyjną  już  przy  50%  nasyceniu 
(NH

4

)

2

SO

4

,  albuminy wysalają się dopiero po całkowitym nasyceniu roztworu (NH

4

)

2

SO

4.

 

 

 

·  Wykonanie 

1)  Do probówki odmierzyć 2 ml roztworu białka jaja kurzego i dodać 2 ml  
nasyconego roztworu siarczanu amonowego.  
Wytrąca się kłaczkowaty osad globulin.  
Zaobserwować wynik.  
Następnie dodać około 10 ml wody. Osad ulega rozpuszczeniu. 
 
2)  Do 50 ml erlenmajerki odmierzyć 10 ml roztworu białka jaja kurzego  
i dodać taką samą ilość nasyconego roztworu siarczanu amonowego (10 ml), 
wymieszać. Wytrąceniu ulegają globuliny.  
Próbę przesączyć przez sączek bibułowy do suchej probówki.  
Pobrać 2 ml przesączu i dodawać małymi porcjami siarczan amonowy  
w substancji do uzyskania nasyconego roztworu aż na dnie probówki 
pozostanie kilka nierozpuszczonych kryształów siarczanu amonu.  
W tych warunkach wypadają wysolone albuminy. 
 
3)  Wytrącony osad albumin zebrać na sączku bibułowym (przesączyć próbę), 

a otrzymany przesącz zbadać w celu stwierdzenia obecności białek. W tym 
celu do przesaczu należy dodać kroplę 1 % kwasu octowego i wstawić do 
wrzącej łaźni na parę minut. 

Brak osadu świadczy o nieobecności białek w roztworze. 

 
 
Zadanie 6. Próba Taubera z benzydyną na pentozy - pokaz 

 
 

Próba Taubera z benzydyną jest charakterystyczna dla pentoz wolnych i związanych  

w  kwasach  nukleinowych.  Pentozy  wielocukrowców  dają  reakcję  dopiero  po  hydrolizie.  
W  obecności  lodowatego  CH

3

COOH  furfural  powstaje  z  pentoz  dużo  łatwiej  niż 

hydroksymetylofurfural z heksoz przez co próba Taubera jest uważana za ujemną dla heksoz, 
a dodatnia dla pentoz. 

 

·  Wykonanie: 
 

Do  1  ml  4  %  roztworu  benzydyny  w  lodowatym  CH

3

COOH  wprowadzić  po  2-3  krople 

roztworu  pentozy,  heksozy  i  kwasu  nukleinowego.  Ogrzać  do  wrzenia  (nie  za  długo)  i 
oziębić, dodać 2 ml wody. Powstaje czerwone zabarwienie w próbach zawierających pentozy. 
Heksozy dają zabarwienie żółtobrązowe.