plik

Postępy Biochemii 59 (1) 2013

Robert Sobkowiak



Andrzej Lesicki

Zakład Biologii Komórki, Instytut Biologii Eks-

perymentalnej, Uniwersytet im. Adama Mic-

kiewicza, Poznań



Zakład Biologii Komórki, Instytut Biologii

Eksperymentalnej, Uniwersytet im. Adama

Mickiewicza, ul. Umultowska 89, 61-614 Po-

znań; tel.: (61) 829 58 22, e-mail: robsob@amu.

edu.pl

Artykuł otrzymano 3 lipca 2012 r.

Artykuł zaakceptowano 11 września 2012 r.

Słowa kluczowe: nikotyna, kotynina, meta-

bolizm, wchłanianie, wydalanie, enancjomer,

cytochrom P450

Wykaz skrótów: CYP (ang. cytochrome P450

oxidase) — oksydaza cytochromu P450; CY-

P2A6, CYP2B6, CYP2E1, CYP3A4 — odmiany

oksydazy cytochromu P450; FMO (ang. flavin

containing monooxygenase 3) — monooksyge-

naza flawinowa; UGT (ang. uridine diphosphate

glucuronosyltransferase) — transferaza urydy-

nodifosfoglukuronowa

Wchłanianie, przemiany metaboliczne i wydalanie nikotyny u człowieka

STRESZCZENIE

ikotyna jest alkaloidem występującym w wielu roślinach z rodziny psiankowatych.

Jest zwykle mieszaniną dwóch izomerów optycznych, z których zdecydowanie domi-

nuje lewoskrętny enancjomer (S). Nikotyna najczęściej przenika do organizmu człowieka,

jako jeden ze składników dymu tytoniowego. Tempo przenikania nikotyny przez błony bio-

logiczne wzrasta w środowisku alkalicznym. Niemal 90% nikotyny pobranej przez organizm

człowieka metabolizowane jest w wątrobie. Nikotyna może również być metabolizowana

w nerkach, płucach, mózgu oraz błonach śluzowych dróg oddechowych. Nikotyna w orga-

nizmie człowieka ulega bardzo skomplikowanym przemianom. Kluczową rolę w metabo-

lizmie nikotyny odgrywają oksydazy cytochromu P450 (przede wszystkim ich forma CY-

P2A6). Poza nimi w procesie rozkładu nikotyny zaangażowane są transferazy urydynodifos-

foglukuronowe, cytosolowe oksydazy aldehydowe, N-metylotransferazy aminowe oraz mo-

nooksygenazy flawinowe typu 3. Zidentyfikowano sześć głównych metabolitów nikotyny,

spośród których procentowo najliczniejszym jest kotynina. Z niej powstaje trans-3’-hydrok-

sykotynina, związek wydalany przede wszystkim wraz z moczem. Na tempo metabolizmu

nikotyny ma wpływ zróżnicowana aktywność polimorficznych enzymów uczestniczących w

jej przemianach, dieta, płeć oraz stan fizjologiczny organizmu.

WPROWADZENIE

Nikotyna jest organicznym związkiem chemicznym z grupy alkaloidów piry-

dynowych zawartym przede wszystkim w różnych gatunkach tytoniu oraz in-

nych roślin z rodziny psiankowatych (Solanaceae), takich jak ziemniaki, pomido-

ry, papryka czy bakłażan. Suche liście tytoniu szlachetnego Nicotiana tabacum za-

wierają od 2 do 8% nikotyny, natomiast tytoń indiański („dziki tytoń”) Nicotiana

rustica może zawierać nawet do 18% tego alkaloidu [1,2]. Nikotyna została wy-

izolowana po raz pierwszy w 1828 r. [3]. Struktura nikotyny, 3-(1-metylo-2-piro-

lidyno) pirydyna, C

, została zaproponowana w 1892 roku i potwierdzona

w 1895 roku w wyniku syntezy [3]. Czysta nikotyna to klarowny płyn o charak-

terystycznym, intensywnym zapachu, brunatniejący na powietrzu [1]. Nikotyna

może występować w postaci wolnej zasady lub jako sól dwuchlorowodorkowa,

salicylowa, siarczanowa lub dwuwinianowa. Szczegółowy opis właściwości fi-

zyko-chemicznych nikotyny można odnaleźć w opracowaniu O’Neil i wsp. [1].

Hydrofobowe właściwości pirydyny i pierścienia pirolidynowego w cząsteczce

nikotyny nadają jej niską polarność, co powoduje dobrą rozpuszczalność tego

alkaloidu w lipidach.

Nikotyna jest aminą zbudowaną z dwóch pierścieni heterocyklicznych, piry-

dyny i pirolidyny, której atom węgla w pozycji 2 stanowi centrum chiralne [3,4].

Stąd występują dwa izomery optyczne (enancjomery) nikotyny, które skręcają

światło spolaryzowane w przeciwnych kierunkach (Ryc. 1) [3]. Poza tym więk-

szość własności fizycznych oraz chemicznych dla obu enancjomerów jest niemal

identyczna. Szczegółowe informacje można znaleźć w bazach danych np. Pub-

Chem (http://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov) lub Chemical Entities of Biological

Interest (ChEBI) (http://www.ebi.ac.uk/chebi). W przypadku nikotyny natural-

ny produkt jest zdominowany przez lewoskrętny enancjomer (S) (ChEBI:17688)

tradycyjnie nazywany L- lub (-)-nikotyną, natomiast zawartość prawoskrętnego

(R)-enancjomeru

nikotyny (określa-

nego również jako

D- lub (+)-nikoty-

na, ChEBI:39162)

zwykle nie prze-

kracza kilku pro-

cent.

Zmiany

wywołują szereg

Rycina 1. Enancjomery nikotyny. A) (S)-nikotyna B) (R)-nikotyna

www.postepybiochemii.pl

zmian struktury cząsteczkowej nikotyny. Równowaga ter-

modynamiczna pomiędzy poszczególnymi strukturami

molekularnymi nikotyny ustala się samorzutnie zgodnie z

prawami termodynamiki (Ryc. 2) [5].

Znaczący postęp w badaniach nad metabolizmem niko-

tyny, obserwowany od końca lat osiemdziesiątych ubiegłe-

go wieku, związany był z udoskonaleniem metod oczysz-

czania enzymów i uzyskiwania wysoce specyficznych prze-

ciwciał, a także z rozwojem technik immunochemicznych i

biochemicznych oraz z upowszechnieniem wysokospraw-

nej chromatografii cieczowej (HPLC). Przemiany nikotyny

w organizmach żywych obejmują wiele skomplikowanych

procesów, które rozpoczynają się tuż po przedostaniu się

alkaloidu do organizmu poprzez błony komórkowe. Celem

niniejszej pracy jest przedstawienie farmakokinetyki ni-

kotyny, ze szczególnym uwzględnieniem jej metabolizmu

oraz czynników mogących wpływać na omawiane procesy.

WCHŁANIANIE NIKOTYNY

Przypuszcza się, że przenikalność przez błonę komór-

kową, wynikająca z dobrej rozpuszczalności w jej lipido-

wych warstwach, jest taka sama w przypadku różnych

enancjomerów nikotyny [4], natomiast tempo przenikania

nikotyny poprzez błonę jest zależne od jej stężenia oraz pH

środowiska [4,7]. Maleje wraz ze wzrostem stężenia niko-

tyny, jednak jej transport przez błonę nie polega tylko na

prostej dyfuzji. Badania, w których wykazano, że nikotyna

hamuje przenoszenie kationów organicznych przez trans-

portery należące do rodziny OCT (ang. organic cation trans-

porter) i OCTN (ang. organic cation/carnitine transporter) [8,9],

sugerują, że nikotyna może być transportowana przez tego

rodzaju przenośniki [9,10]. Przepuszczalność błony komór-

kowej dla nikotyny rośnie wraz ze wzrostem pH (w zakre-

sie pH 5,5–8,1) [7,11,12], gdyż nikotyna jako słaba zasada w

środowisku o obniżonej zawartości H

(zasadowym) staje

się cząsteczką niezjonizowaną i dlatego łatwiej przenika

przez niepolarną błonę komórkową. Obecność w cząstecz-

ce nikotyny grupy pirolidinowej oraz azotu pirydynowego

decyduje o jej dwuzasadowym charakterze.

Nikotyna najczęściej przenika do organizmu człowieka,

jako jeden ze składników dymu papierosowego. Wydajność

absorpcji nikotyny w pęcherzykach płucnych zależy od jej

stężenia w dymie. Jednak tylko 10% nikotyny zawartej w

dymie przyswajanych jest przez organizm człowieka [13].

Jeden papieros zawiera około 1-2% nikotyny (ok. 0,8-1,9

mg) [13]. Przy średniej wadze człowieka 70 kg jeden papie-

ros dostarcza nikotyny w dawce około 10-30 µg/kg masy

ciała. W obrębie pęcherzyków płucnych pH wynosi około

7,4, a w tych warunkach około 31% nikotyny jest w formie

niezjonizowanej. Nikotyna z łatwością przedostaje się przez

błonę komórkową pneumocytów i dalej do krwiobiegu [4].

Wchłanianie nikotyny może także zachodzić poprzez

błonę śluzową jamy ustnej lub nosa (np. nie tylko podczas

palenia, ale też żucia tytoniu lub zażywania tabaki). Szyb-

kość oraz ilość wchłoniętej nikotyny zależy od rodzaju zaży-

wanego środka zawierającego ten alkaloid oraz od sposobu

jego podawania [10,14-16]. Po eksperymentalnym podaniu

nikotyny przez błonę śluzową nosa, obserwowano wzrost

jej poziomu we krwi prawie tak szybki, jak po wypaleniu

papierosa [4]. W przeciwieństwie do dymu papierosowe-

go, który zwykle ma kwaśne pH (ok. 5,5), dym pochodzą-

cy z cygar, a także tytoń do żucia, tabaka i nikotynizowane

gumy do żucia są łagodnie zasadowe. Ich producenci wpro-

wadzają buforujące dodatki, takie jak amoniak, podnoszące

ich pH do ok. 8,5, zwiększając tym samym siłę działania tej

samej dawki nikotyny, by przy wyższym pH była wydajniej

wchłaniana do organizmu [15,17]. Efekt ten nie został jed-

noznacznie potwierdzony, bowiem kwaśny lub zasadowy

odczyn dymu papierosowego lub cygar może być neutra-

lizowany przez buforujące właściwości płynu pokrywają-

cego nabłonek oddechowy pęcherzyków płucnych [17,18].

Wchłanianie nikotyny przez błonę śluzową jamy ustnej jest

ułatwione, bo w zasadowym pH, jak już wspomniano, jest

ona w dużej mierze niezjonizowana. Tempo wzrostu stęże-

nia nikotyny we krwi podczas żucia tytoniu lub nikotyni-

Rycina 2. Strukturalne przekształcenia (S)-nikotyny wywołane zmianami pH środowiska. A) możliwe struktury cząsteczkowe (S)-nikotyny. B) zmiany energii swobodnej

oraz stałe dysocjacji poszczególnych form (S)-nikotyny, pK

— ujemny logarytm dziesiętny ze stałej dysocjacji (K

); ΔG — zmiana energii swobodnej; k — szybkość reakcji.

Postępy Biochemii 59 (1) 2013

zowanej gumy jest wolniejsze niż w przypadku palenia pa-

pierosów, chociaż osiągana w końcu maksymalna wartość

stężenia związku we krwi jest zbliżona [10], a podwyższone

stężenie we krwi utrzymuje się dłużej [14].

Absorpcja nikotyny w dalszych odcinkach układu pokar-

mowego jest silnie uzależniona od panującego w nich pH
[

19]. Nikotyna połykana ze śliną, w kwaśnym środowisku

soku żołądkowego, przekracza błony bardzo wolno, gdyż

znaczna część cząsteczek nikotyny jest silnie zjonizowana
[

3,10]. W ciągu 15 min przy pH 1 absorbowane jest jedynie

3% połkniętej nikotyny [19]. Dobrze natomiast wchłaniana

jest w jelicie cienkim, które ma lekko zasadowe pH i dużą

powierzchnię absorpcji [4].

Duże ilości nikotyny mogą być wprowadzane do orga-

nizmu człowieka w trakcie nikotynowych terapii zastęp-

czych, w których stosuje się gumy do żucia lub naklejane

na skórę plastry nikotynowe [13]. Do absorpcji nikotyny

przez skórę może także dochodzić podczas ręcznego zbioru

liści tytoniu. Kolejnym miejscem wnikania nikotyny do

organizmu człowieka może być pęcherz moczowy [3], z któ-

rego wchłaniana jest zwrotnie, a tempo wchłaniania zależy

od pH moczu. Przenikanie nikotyny przez błonę śluzową

pęcherza moczowego zwiększa się, gdy alkaloid jest niezjo-

nizowany, czyli wtedy, kiedy pH moczu mieści się w grani-

cach 8,0 do 9,0. Nikotyna nie ulega resorpcji z moczu, gdy

pH moczu jest poniżej 6,0.

Nikotyna po pokonaniu powłok ciała wraz z krwią roz-

prowadzana jest po całym organizmie, gdzie poprzez błony

plazmatyczne wnika do komórek. Wykazano, że stężenie

nikotyny w osoczu biernych palaczy wynosi około 2,5-8,0

ng/ml, podczas gdy poziom nikotyny w osoczu u osób pa-

lących wynosi 30-40 ng/ml [13,15]. W fizjologicznym pH

krwi (ok. 7,4) nikotyna w 69% jest zjonizowana. Ocenia się,

że około 5 % nikotyny wiąże się z albuminami osocza [14]

lub innymi białkami krwi (do 20 %) [19]. Maksymalne stę-

żenie nikotyny w krwi tętniczej palacza tuż po wypaleniu

papierosa może wynosić nawet 100 ng/ml (0,6 µM) [13]. Po

około 20 minutach stężenie nikotyny we krwi szybko spada

w wyniku przenikania nikotyny do tkanek. W ciągu 8-20

sekund nikotyna dociera do mózgu, gdzie łatwo przenika

przez barierę krew-mózg i wnika wydajnie do komórek

nerwowych [1,17]. Akumulacja nikotyny w innych tkan-

kach zachodzi w różnym stopniu [18]. Najwyższe powino-

wactwo do nikotyny wykazują: wątroba, nerki, śledziona i

płuca, a najniższe tkanka tłuszczowa. Poziom nikotyny w

mięśniach szkieletowych jest podobny jak we krwi. Aku-

mulację nikotyny obserwuje się również w komórkach za-

wierających melaninę np. w melanocytach [20]. Nikotyna

łatwo pokonuje też łożysko, jej stężenie w krwi pępowino-

wej wynosi od 0,5 do 25 ng/ml, wnika do krwi płodu oraz

do płynu owodniowego, gdzie jej stężenie może się wahać

w zakresie 1,5 do 23 ng/ml [13,19]. Koncentracja nikotyny

w mleku palącej tytoń matki jest około 3 krotnie większa

niż we krwi [13]. Stężenie nikotyny w płynie pozakomórko-

wym poszczególnych tkanek, może znacznie się różnić od

stężenia wewnątrz komórek.

BIOLOGICZNE WŁAŚCIWOŚCI

ENANCJOMERóW NIKOTYNY

Działanie nikotyny intensywnie badano w warunkach

zarówno in vitro, jak i in vivo na organizmach zwierząt, a

także człowieka. Pojawienie się nikotyny w organizmie wy-

wołuje przyspieszenie tętna oraz wzrost ciśnienia krwi, pro-

wadzi do podwyższenia poziomu wolnych kwasów tłusz-

czowych, glukozy oraz katecholamin [3]. Silne działanie ni-

kotyny zaobserwowano także na poziomie komórkowym,

głównie poprzez receptory nikotynowe [3,21,22].

Liczne badania wykazały, że działanie farmakologicz-

ne (R)-nikotyny, choć jakościowo podobne, jest ilościowo

słabsze niż (S)-nikotyny. Prawie identyczne właściwości

fizykochemiczne obu enancjomerów skutkują jednakową

kinetyką wchłaniania S-nikotyny i R-nikotyny, niezależną

od sposobu podania alkaloidu do organizmu. Jednak oba

enancjomery wykazują odmienne powinowactwo do róż-

nych tkanek i narządów. Różnice te najprawdopodobniej

wynikają z obecności różnych receptorów acetylocholiner-

gicznych wiążących nikotynę w błonach komórkowych

określonych typów komórek [21] oraz z aktywacji charak-

terystycznych dla nich szlaków metabolicznych, w których

uczestniczą białka wykazujące powinowactwo do nikotyny.

Wydaje się, że czynniki te decydują o różnej cytotoksyczno-

ści obu enancjomerów [3,4].

Badania przeprowadzone in vivo na mózgach szczurów

z wykorzystaniem znakowanych trytem lub węglem C

izomerów nikotyny sugerują, że obydwie formy nikotyny

mogą wiązać się do różnych typów receptorów nikotyno-

wych [4,23]. Szacuje się, że średnie powinowactwo (R)-ni-

kotyny do receptorów N-acetylocholinergicznych jest około

dziesięć razy mniejsze niż (S)-nikotyny, jednak sposób wią-

zania (R)-nikotyny i (S)-nikotyny przez receptory choliner-

giczne typu N może się różnić tylko nieznacznie [4].

W trakcie wieloletnich badań okazało się, że enancjomery

nikotyny wykazują zróżnicowaną aktywność biologiczną
[

3]. Ostra toksyczność i działanie farmakologiczne (R)-ni-

kotyny zostały zbadane tylko na kilku gatunkach zwierząt.

Porównawczo analizowano także działanie (S)-nikotyny.

Dawka nikotyny, obliczana w miligramach na kilogram

masy ciała, potrzebna do uśmiercenia 50% badanej popula-

cji (LD50) po podawaniu dożylnym (R)-nikotyny jest około

18 razy większa (6,15 mg/kg) niż (S)-nikotyny (0,33 mg/kg)
[

3,23]. Różnice w farmakologicznej aktywności izomerów

nikotyny zaobserwowano u małp w zapisie fal mózgowych

(EEG), ciśnieniu krwi, częstości akcji serca, skurczu komó-

rek gładkich jelita cienkiego i innych [23]. Badania beha-

wioralne wykazały, że subiektywne hedonistyczne efekty

odczuwane przez palaczy wywołane przez (R)-nikotynę są

porównywalne do tych wywołanych przez (S)-nikotynę [4].

METABOLITY NIKOTYNY

Nikotyna pobierana przez nabłonek oddechowy pęche-

rzyków płucnych, przez błonę śluzową nosa i jamy ustnej

oraz przez skórę lub wchłaniana zwrotnie z moczu trafia

bezpośrednio do krążenia i za jego pośrednictwem do po-

szczególnych narządów, w tym do wątroby. Natomiast ni-

www.postepybiochemii.pl

kotyna wchłonięta w jelitach przenika do żylnego krążenia

wrotnego, skąd bezpośrednio trafia do wątroby i tylko w

niewielkim stopniu do pozostałych narządów [3,4].

Wątroba jest głównym miejscem przemian nikotyny

w organizmie człowieka, bo blisko 90% zaabsorbowanej

nikotyny jest metabolizowane w komórkach wątroby, he-

patocytach [19]. Szlaki przemian metabolicznych nikotyny

wykazują duży stopień złożoności [3,10,14,24,25]. Pomimo

stosunkowo prostej budowy chemicznej nikotyna w orga-

nizmie człowieka ulega bardzo skomplikowanym prze-

mianom (Ryc. 3, Tab. 1). Nikotyna po przedostaniu się do

wnętrza hepatocytu, tak jak inne ksenobiotyki, podlega

procesom metabolicznym prowadzącym do jej unieszkodli-

wienia, zwiększenia rozpuszczalności i w konsekwencji wy-

dalenia. Cząsteczka nikotyny w swojej strukturze zawiera

pierścień aromatyczny, alifatyczny węgiel oraz dwa atomy

azotu. Istnieje zatem szereg miejsc, gdzie cząsteczka nikoty-

ny może ulec reakcji utlenienia i koniugacji [3,10]. W czasie

kilkudziesięcioletnich badań nad detoksykacją nikotyny zi-

dentyfikowano wiele jej metabolitów wtórnych. Często sto-

sowano różne nazwy dla tej samej pochodnej. Najczęściej

używane alternatywne nazwy nikotyny oraz wielu jej meta-

bolitów podano w tabeli 1.

W wątrobie nikotyna przekształcana jest do kilku związ-

ków (Ryc. 3). Zidentyfikowano sześć głównych produktów

przemian nikotyny [3,10,14,25]. Kluczową rolę w metaboli-

zmie nikotyny, podobnie jak innych ksenobiotyków, odgry-

wają oksydazy cytochromu P450 (CYP) [26]. Jedną z form

tych oksydaz jest enzym określany jako CYP2A6, który

przeprowadza reakcje: 5’-hydroksylacji, 2’-hydroksylacji i

N-demetylacji (Ryc. 3).

Ilościowo najważniejszym metabolitem nikotyny u

większości gatunków ssaków jest jej pochodna laktamo-

wa, kotynina (Ryc. 3 i 4). U ludzi około 70-80% nikotyny

przekształcana jest do kotyniny. Proponowany mechanizm

przekształcenia nikotyny do kotyniny polega na jej hydrok-

sylacji przez enzymy mikrosomalne hepatocytów, następ-

nie konwersji do odpowiedniego aldehydu oraz produkcji

kotyniny przez enzymy cytoplazmatyczne (Ryc. 3). W pro-

ponowanym mechanizmie transformacji nikotyny w koty-

ninę wyróżnić można kilka etapów. Pierwszy z nich kata-

lizuje jedna z oksydaz cytochromu P450, określana obecnie

jako CYP2A6 (dawniej nazywana hydroksylazą kumaryno-

wą). W wyniku tej reakcji 5’-hydroksylacji z nikotyny po-

wstaje jon Δ

1’(5’)

iminowy nikotyny (Ryc. 3) oraz pozostająca

z nim w równowadze 5’-hydroksynikotyna [27]. W drugim

etapie jest zaangażowana cytoplazmatyczna oksydaza alde-

hydowa. Substratem dla niej jest jon Δ

1’(5’)

iminowy nikotyny,

który wykazuje silne właściwości alkilacyjne, mogące od-

grywać istotną rolę w farmakokinetyce nikotyny [3,14]. Za-

zwyczaj proces metabolizmu ksenobiotyków po utlenieniu

przez oksydazę cytochromu P450 obejmuje etap koniugacji

ze związkiem wprowadzającym do metabolizowanego kse-

nobiotyka polarne grupy funkcyjne. W tym etapie bardzo

często dochodzi do sprzężenia ksenobiotyku z kwasem glu-

kuronowym albo grupami tiolowymi glutationu bądź cy-

steiny [23]. Jednakże, w niektórych przypadkach, w proce-

sie eliminacji ksenobiotyków, mogą powstawać reaktywne

półprodukty o właściwościach toksycznych lub rakotwór-

czych [23].

Przyjmuje się, że mechanizm reakcji prowadzonej przez

oksydazę cytochromu P450 polega na utlenieniu węgla trze-

ciorzędowej aminy w pozycji α. Cytochrom P450 katalizu-

je przeniesienie elektronu z niezwiązanej pary elektronów

Rycina 3. Kluczowe enzymy biorące udział w metabolizmie nikotyny: oksydaza cytochromu P450 (CYP), transferaza urydynodifosfoglukuronowa (UGT), oksydaza

aldehydowa, N–metylotransferaza aminowa, monooksygenaza flawinowa 3 (FMO). Na podstawie [10], za zgodą Amerykańskiego Towarzystwa Farmakologii i Terapii

Postępy Biochemii 59 (1) 2013

Tabela 1. Niektóre często używane alternatywne nazwy nikotyny oraz jej metabolitów (na podstawie [1,6,10,14,24,37,38]).

Polska nazwa związku

Angielska nazwa związku

Alternatywna nazwa w języku angielskim

nikotyna

nicotine

(54-11-5)

(S)-nicotine

(–)-nicotine

l-nicotine

3-(1-methyl-2-pyrrolidinyl)pyridine

: pyridine, 3-[(2S)-1-methyl-2-pyrrolidinyl]-

kotynina

cotinine

(486-56-6)

(S)-cotinine

(–)-cotinine

1-methyl-5-(3-pyridinyl)-2-pyrrolidinone

CA: 2-pyrrolidinone, 1-methyl-5-(3-pyridinyl)-, (5S)-

trans-3’-hydroksykotynina

trans-3’-hydroxycotinine

(34834-67-8)

hydroxycotinine

3’-hydroxycotinine

3-hydroxy-1-methyl-5-(3-pyridinyl)-2-pyrrolidinone

CA: 2-pyrrolidinone, 3-hydroxy-1-methyl-5-(3-pyridinyl)-, (3R,5S)-

N-tlenek nikotyny

nicotine N’-oxide

(491-26-9; trans: 51095-86-4)

nicotine 1’-oxide

nicotine 1’-N-oxide

1’(S)-2’(S)-trans-nicotine-N’-oxide

CA: pyridine, 3-[(2S)-1-methyl-1-oxido-2-pyrrolidinyl]-

trans, CA: pyridine, 3-[(1S,2S)-1-methyl-1-oxido-2-pyrrolidinyl]-

nornikotynina

nornicotine

(S-Isomer: 494-97-3;

Racemic: 5746-86-1)

S-isomer: (–)-nornicotine

l-nornicotine

S-isomer, CA: pyridine, 3-(2S)-2-pyrrolidinyl-

racemic: (±)-nornicotine

(RS)-nornicotine

racemic, CA: pyridine, 3-(2-pyrrolidinyl)-

norkotynina

norcotinine

(S-isomer: 5980-06-3;

racemic: 17708-87-1)

demethylcotinine

S-isomer: (–)-demethylcotinine

S-(–)-norcotinine

S-isomer, CA: 2-pyrrolidinone, 5-(3-pyridinyl)-, (5S)-

racemic: (±)-demethylcotinine

(±)-Norcotinine

(RS)-Norcotinine

racemic, CA: 2-Pyrrolidinone, 5-(3-pyridinyl)-

N-tlenek kotyniny

cotinine N-oxide

(36508-80-2)

CA: 2-pyrrolidinone, 1-methyl-5-(1-oxido-3-pyridinyl)-, (5S)-

5-hydroksykotynina

5’-hydroxycotinine

(Racemic: 75919-05-

0; 5_(R): 61192-50-5)

allohydroxycotinine

racemic, CA: 2-pyrrolidinone, 5-hydroxy-1-methyl-5-(3-pyridinyl)-

5’(R), CA: 2-pyrrolidinone, 5-hydroxy-1-methyl-5-(3-pyridinyl)-, (5R)-

4-okso-4-(3-pirydylo)-N-

metylobutanamid

4-oxo-4-(3-pyridyl)-N-

methylbutanamide

(713-05-3)

γ-(3-Pyridyl)-γ-oxo-N-methylbutyramide

CA: 3-pyridinebutanamide, N-methyl-γ-oxo-

5’-hydroksynorkotynina

5’-hydroxynorcotinine

(118995-82-7)

allohydroxynorcotinine

CA: 2-pyrrolidinone, 5-hydroxy-5-(3-pyridinyl)-

4-okso-4-(3-pirydylo)-butanamid

4-oxo-4-(3-pyridyl)-butanamide

(61192-49-2)

4-(3-pyridyl)-4-oxobutyramide

CA: 3-pyridinebutanamide, γ-oxo-

kwas 4-okso-4-(3-

pirydylo)- butanowy

4-oxo-4-(3-pyridyl)butanoic acid

(4192-31-8)

γ-(3-pyridyl)-γ-oxobutyric acid

4-(3-pyridyl)-4-oxobutyric acid

CA: 3-pyridinebutanoic acid, γ-oxo-

kwas 4-hydroksy-4-(3-

pirydylo)- butanowy

4-hydroxy-4-(3-pyridyl)

butanoic acid

(15569-97-8)

γ-(3-pyridyl)-γ-hydroxybutyric acid

4-(3-pyridyl)-4-hydroxybutyric acid

CA: 3-pyridinebutanoic acid, γ-hydroxy-

jon izometoniowy nikotyny

nicotine isomethonium ion

(21446-46-8)

N-methylnicotinium ion

CA: pyridinium, 1-methyl-3-[(2S)-1-methyl-2-pyrrolidinyl]-, iodide

jon metoniowy kotyniny

cotinine methonium ion

(33952-07-7)

N-methylcotininium ion

CA: pyridinium, 1-methyl-3-(1-methyl-5-

oxo-2-pyrrolidinyl)-, iodide, (S)-

N-glukuronid nikotyny

nicotine N-glucuronide

N-glukuronid kotyniny

cotinine N-glucuronide

O-glukuronid trans-3’-

hydroksykotyniny

trans-3’-hydroxycotinine

O-glucuronide

a — w nawiasie podano nr katalogowy w rejestrze Chemical Abstracts

b — CA, nazwa w indeksie bazy danych Chemical Abstracts

Postępy Biochemii 59 (1) 2013

kwas 4-hydroksy-4-(3-pirydylo)-butanowy

, pozostający w

równowadze z 5-(3-pirydylo)-tetrahydrofuranem-2-on.

U człowieka enzym CYP2A6 katalizuje również po-

wstawanie norkotyniny i 5’-hydroksykotyniny z kotyniny

(Ryc. 4) [10]. Z 5’-hydroksykotyniny

syntetyzowany jest

4-okso-4-(3-pirydylo)-N-metylobutanamid. Jest on praw-

dopodobnie prekursorem wielu metabolitów nikotyny,

pochodnych powstających w wyniku degradacji pierście-

nia pirolidyny. Należą do nich ketokwas

4-okso-4-(3-pi-

rydylo)-butanowy i produkty jego redukcji, kolejno kwas

4-hydroxy-4-(3-pirydylo)-butanowy, hydroksykwas, który

pozostaje w równowadze z laktonem 5-(3-pirydylo)-tetra-

hydrofuranu oraz kwasem 3-pirydylooctowym. Ostatnie z

wymienionych związków określa się mianem terminalnych

metabolitów nikotyny, które nie podlegają dalszym prze-

mianom. Jak wspomniano wcześniej, metabolity te są praw-

dopodobnie syntetyzowane jednak przede wszystkim na

drodze 2’-hydroksylacji nikotyny (Ryc. 4) [29]. Modelowanie

molekularnego oddziaływania nikotyny z centrum aktyw-

nym CYP2A6 wskazuje, że utlenianie enzymatyczne niko-

tyny przez P450 jest ściśle kontrolowane stereochemiczne.

Wiązania wodorowe oraz oddziaływania π-π orientują ni-

kotynę względem enzymu w ten sposób, że faworyzowane

jest utlenianie alkaloidu w pozycji 5’ (stereo selektywność

na poziomie 89-97%) [6]. Alternatywne szlaki metabolizmu

nikotyny przy udziale cytochromu P450 wymagają rotacji

układu pierścieniowego pirolidyny. Są one mniej korzystne

energetycznie niż tworzenie kotyniny przez 5’-utlenianie
[

23,30]. Najmniejsze bariery energii swobodnej obliczone

dla reakcji trans-5’-hydroksylacji oraz cis-5’-hydroksylacji

wynoszą odpowiednio 14,1 i 14,4 kcal/mol [6]. Kalkulacje

przeprowadzone przez Liu i wsp. [11] wskazują, że w reak-

cji tej powstają trans-5’-hydroksynikotyna i cis-3’-hydroksy-

nikotyna w stosunku ~36:1. Produkty takich reakcji można

zidentyfikować doświadczalnie.

W toku detoksykacji nikotyny przy udziale oksydaz CY-

P2A6 i CYP2B6 [31]

dochodzi do powstawania nornikotyny,

a z niej 4-(3-pirydylo)-4-okso-N-metylobutanamidu. Związ-

ki te ulegają dalszym przemianom metabolicznym. Mimo że

energetycznie faworyzowana jest reakcja 5’ hydroksylacji,

nornikotyna i metylobutanamid jako produkty 2’-utlenia-

nia, stają się bezpośrednimi prekursorami rakotwórczych

metabolitów nikotyny. Wspomniany wyżej

4-(metyloami-

no)-1-(3-pirydylo)-1-butanon

może być konwertowany

do rakotwórczych NNK (

ang. nicotine-derived nitrosamine

ketone,

4-(metylonitrozoamino)-1-(3-pirydylo)-1-butanon),

natomiast nornikotyna może być prekursorem karcynogen-

nych NNN (N’-nitrozonornikotyna),

które są uważane za

kluczowe w wywoływaniu raka płuc w palaczy [23,29,32].

Oprócz oksydazy cytochromu P450 i oksydazy aldehy-

dowej zaangażowany jest cały szereg innych enzymów bio-

rących udział w metabolizmie nikotyny (Ryc. 3).

N-tlenek nikotyny jest kolejnym podstawowym meta-

bolitem nikotyny, chociaż jedynie 4-7% alkaloidu dostają-

cego się do organizmu jest metabolizowane w ten sposób.

Reakcję przekształcenia nikotyny do jej N-tlenku katalizuje

monooksygenaza flawinowa 3 (FMO3). Produktem reak-

cji są dwa diastereoizomery N-tlenku nikotyny, tj. izomer

1’-(R)-2’-(S)-cis oraz izomer 1’-(S)-2’-(S)-trans (Ryc. 3). Szlak

ten u ludzi jest bardziej selektywny i w przeważającej części

powstaje izomer trans [33]. Wydaje się, że N-tlenek nikoty-

nie jest dalej metabolizowany. W jelitach może ulegać

jednak ponownej redukcji do nikotyny. Obniżenie poziomu

N-tlenku u ludzi odbywa się za pośrednictwem aktywności

metabolicznej bakterii w jelicie grubym [10].

Poza powyżej opisanymi reakcjami chemicznym pole-

gającymi na utlenianiu pierścienia pirolidyny, nikotyna jest

metabolizowana poprzez dwa nieoksydacyjne szlaki. Jeden

z nich polega na metylacji azotu pirydyny przy udziale en-

zymu N-metylotransferazy aminowej, w wyniku czego po-

wstaje jon izometoniowy nikotyny. Badania nad szlakami

N-metylacji prowadzone z wykorzystaniem modeli zwie-

rzęcych i ludzkich, wykorzystujące homogenaty wątroby,

wskazały, że S-adenozylo-L-metionina jest źródłem grupy

metylowej w reakcji katalizowanej przez N-metylotrans-

ferazę aminową [10]. Wyizolowane z wątroby człowieka

enzymy cytosolowe przeprowadzały metylację obu enan-

cjomerów nikotyny, ale (R)-izomer metylowały szybciej niż

(S)-izomer [10].

Drugim sposobem nieoksydacyjnego metabolizmu niko-

tyny jest N- i O- glukuronidacja jej pochodnych. Reakcja ta

jest katalizowana przez transferazę urydynodwufosfoglu-

kuronową (UGT), biorącą udział w koniugacji metabolitów

nikotyny z kwasem glukuronowym (Ryc. 3 i 4) [34-36]. W

N-glukuronidację zaangażowane są enzymy UGT2B10,

UGT2B17, UGT1A4 i częściowo UGT1A9 [37-41]. Powsta-

jące produkty wykazują większą rozpuszczalność w po-

równaniu do związków macierzystych. W wyniku przy-

łączenia reszty cukrowcowej do nikotyny i kotyniny oraz

ich pochodnych powstają N-glukuronidy np. glukuronidy

nikotyny (3-5%), kotyniny (12-17%) i N-tlenku nikotyny

(0,1-0,4%) oraz glukuroniany N-tlenku kotyniny (0,1-0,4%),

kwasu 4-hydroksy-4-(3-pirydylo)-butanowego (0,6-0,7%),

nornikotyny (0,1%) i norkotyniny (0,1%) [10,37]. Natomiast

w przypadku 3’-hydroksykotyniny jej koniugaty to O-glu-

kuronidy. Powstawanie O-glukuronianiu trans-3’-hydrok-

sykotyniny (7-9%) katalizują enzymy UGT2B7 i częściowo

UGT1A9 [14,37,38].

Oba enancjomery nikotyny, z pewnymi tylko wyjątkami,

metabolizowane są w tych samych szlakach biochemicznych
[

23]. Różnice energii niektórych wiązań chemicznych, mają

pewien wpływ na zachowanie termodynamiczne enancjo-

merów. Tempo metabolizmu (R)-nikotyny jest ok. 1,4 razy

szybsze niż (S)-nikotyny. Najprawdopodobniej wynika to z

różnicy w energii swobodnej wiązania obu enancjomerów

(ok. 1,4 kJ/mol wyższa dla (R)-nikotyny) do cytochromu

P450 [6,28]. Na podstawie danych doświadczalnych, teo-

retycznie wyznaczono najbardziej stabilną konformację

kompleksu substrat-enzym (nikotyna — cytochrom P450),

faworyzującą najszybsze powstanie produktu w obrębie

grupy 5’-metylenowej. Reorientacja tej konformacji dopro-

wadza ostatecznie do powstania innych metabolitów (np.

4-(3-pirydylo)-4-okso-N-metylobutanamidu),

wywołane

różnicą energii swobodnego wiązania (R)-nikotyny i (S)-ni-

kotyny. W rezultacie, w przypadku (R)-nikotyny obserwu-

jemy znacznie niższy poziom toksyczności i rakotwórczości

powstających metabolitów. Biorąc pod uwagę ogólną cyto-

www.postepybiochemii.pl

toksyczność związku i jego metabolitów, wydaje się, że (R)-

-nikotyna jest około osiemdziesiąt razy mniej cytotoksyczna

niż (S)-nikotyna [3,23].

U ludzi stwierdzono występowanie kilku różnych me-

tabolitów kotyniny. Należą do nich 3’-hydroksykotynina,

5’-hydroksykotynina (nazywaną także allohydroksykoty-

niną, występująca w równowadze ze swoją tautomeryczną

pochodną z otwartym pierścieniem 4-okso-4-(3-pirydylo)-

-N-metylobutanamidem), N-tlenek kotyniny, jon metonio-

wy kotyniny oraz, wymienione już wcześniej, norkotynina

(nazywaną także demetylokotyniną) i glukuronid kotyniny

(Ryc. 4) [14,42]. Norkotynina może powstawać w dwóch

szlakach: z kotyniny w wyniku jej demetylacji lub proce-

sach metabolizmu oksydacyjnego nornikotyny (Ryc. 4). Ba-

dania na zwierzętach wykazały istnienie obu tych ścieżek.

W mikrosomach hepatocytów szczurów norkotynina jest

dalej metabolizowana do pozostających w równowadze

5’-hydroksynorkotyniny (allohydroksydemetylokotyniny)

i 4-okso-4-(3-pirydylo)-butanamidu, który jest następnie

przekształcany do kwasu 4-okso-4-(3-pirydylo)-butano-

wego. Jego odwodnienie prowadzi do powstania enaminy

2’(3’)

norkotyniny

[

10].

U ludzi przekształcenie kotyniny do 3’-hydroksykotyni-

ny jest wysoce stereospecyficzne z wyraźną preferencją izo-

meru typu trans [43]. W moczu ludzkim wykrywa się mniej

niż 5% cis-3’-hydroksykotyniny.

POZAWĄTROBOWY METABOLIZM NIKOTYNY

U zwierząt wykazano, że nikotyna może również być

metabolizowana poza wątrobą w nerkach, płucach, mó-

zgu i błonach śluzowych nosa [10]. Wykorzystując techniki

immunologiczne oraz prowadząc analizę ekspresji mRNA

kodującego enzymy zaangażowane w proces metabolizmu

nikotyny stwierdzono ich obecność (głównie CYP2A) w na-

błonku płuc płodów, w nabłonku oskrzeli, w błonach ślu-

zowych nosa, płuc, krtani, przełyku, skóry, naczyń wieńco-

wych, gruczołów mlecznych, mózgu, jelitach oraz nerkach
[

10]. CYP2A13 bierze udział w metabolizmie nikotyny w

drogach oddechowych, zwłaszcza w błonach śluzowych

nosa, natomiast CYP2B6, CYP2D6 i CYP2E1 najprawdo-

podobniej uczestniczą w metabolizmie nikotyny w mózgu
[

10,24,44]. W hepatocytach oksydaza CYP2E1 uczestniczy

również w utlenianiu etanolu [44,45].

Aktywność oksydazy aldehydowej zlokalizowano w

płucach, nerkach i nadnerczach [46]. Pozawątrobową ak-

tywność FMO3 wykazano w mózgu, zwłaszcza w istocie

czarnej [47]. Wysoką aktywność N-metylotransferazy zaob-

serwowano u człowieka w tarczycy, nadnerczach i płucach
[

48]. Aktywność enzymów przeprowadzających reakcje

glukuronidacji (UGT1A4) wykryto w jelicie grubym, żołąd-

ku i drogach żółciowych [10]. Najwyższy poziom syntezy

UGT1A9 (odpowiedzialnej bezpośrednio za proces glu-

kuronidacji nikotyny) wykryto w nerkach, jelicie cienkim,

wątrobie, żołądku, przełyku, płucach, jądrach, jajnikach i

gruczołach piersiowych [10]. Pomimo wielonarządowej re-

prezentacji enzymów, potencjalnie mogących konwertować

nikotynę, u ludzi metabolizm pozawątrobowy tego alkalo-

idu ma marginalne znaczenie w aspekcie ilościowym.

TEMPO METABOLIZMU NIKOTYNY

Obserwuje się znaczną zmienność osobniczą w szybkości

eliminacji nikotyny i kotyniny u ludzi [10,14,24]. Zidentyfi-

kowano liczne przypadki polimorfizmu genów kodujących

enzymy metabolizujące nikotynę i jej pochodne [13,14,24].

Obserwowana duża zmienność osobnicza tempa metaboli-

zmu nikotyny [13,14] może być spowodowana przez jeszcze

dotąd niezidentyfikowane czynniki genetyczne lub być na-

stępstwem obecności dodatkowych substancji tzn. aktywa-

torów lub inhibitorów metabolizmu nikotyny.

Jak już wspomniano kluczowym enzymem w metabo-

lizmie nikotyny i kotyniny jest zlokalizowana w mikroso-

mach hepatocytów oksydaza cytochromu P450 CYP2A6

[49]. U człowieka zidentyfikowano liczne polimorficzne for-

my CYP2A6 [21,50,51]. Nomenklaturę ludzkich alleli oksy-

dazy cytochromu P450 można prześledzić w odpowiednich

bazach danych (http://www.cypalleles.ki.se/). Obecność

określonego allozymu CYP2A6 prowadzi do wolniejszego

lub szybszego metabolizmu nikotyny [52]. Brak aktywności

oksydazy CYP2A6 wynika z obecności allozymów CYP2A6

* 2 i * 5, z kolei występowanie allozymów CYP2A6 * 6, * 7,

* 9, * 10, * 11 i * 12 prowadzi jedynie do obniżenia aktyw-

ności enzymatycznej. Istnieją jednak sprzeczne opinie na

temat różnic w aktywności metabolicznej tych form oraz ich

związku z występowaniem raka płuc u palaczy [3,10,24]. W

obrębie genów kodujących CYP2B6 zidentyfikowano rów-

nież kilka alleli, lecz nie wykazano jak do tej pory ich istot-

nego wpływu na zmiany w tempie metabolizmu nikotyny.

Na ogólną aktywność CYP2A6 wpływ mają czynniki

działające zarówno na poziomie ekspresji genów kodują-

cych oksydazy P450 jak i na etapie regulacji ich aktywno-

ści enzymatycznej. Induktory takie jak leki przeciwdrgaw-

kowe, ryfampicyna oraz doustne środki antykoncepcyjne,

poprzez zwiększenie poziomu ekspresji genu kodującego

CYP2A6, przyspieszają metabolizm nikotyny [14,53,54].

Poprzez podniesienie liczby cząsteczek CYP2A6, mogą wy-

zwalać zapotrzebowanie na zwiększone przyjmowanie ni-

kotyny i utrudniać zerwanie z nałogiem. Inhibitory, obniża-

jąc aktywność enzymatyczną CYP2A6, mogą być pomocne

w ograniczeniu palenia. Utlenianie nikotyny do kotyniny

może być hamowane przez kumaryny, które są kompeten-

cyjnym inhibitorem CYP2A6 [10,14]. Mentol jest szeroko

stosowany jako środek zapachowy w żywności, do płuka-

nia jamy ustnej, zawarty jest w pastach do zębów oraz pa-

pierosach. Wykazano, że palenie papierosów mentolowych

wydłuża okres półtrwania kotyniny u kobiet. Odnotowano

również umiarkowane hamowanie aktywności CYP2A6 w

mikrosomach wątroby człowieka przez mentol i związki

mu pokrewne [10]. Palenie papierosów zawierających men-

tol hamuje metabolizm nikotyny do kotyniny oraz proces

glukuronidacji nikotyny w porównaniu z paleniem papie-

rosów bez tego dodatku [55]. Sok grejpfrutowy ma silny ha-

mujący wpływ na CYP3A4, co często prowadzi do istotnych

klinicznie oddziaływań [10]. Hamuje on również CYP2A6,

czego dowodem jest spowalnianie metabolizmu kumaryny

in vivo [10]. Z kolei kwas askorbinowy zwiększa wydalanie

kotyniny i nikotyny [3].

Niewiele jest danych na temat polimorfizmu innych ge-

nów zawierających informację dla enzymów metabolizmu

Postępy Biochemii 59 (1) 2013

nikotyny. Zaobserwowano go w przypadku genów kodu-

jących FMO3 [13,14]. Konsekwencją obecności polimorficz-

nych form tej monooksygenazy było obniżenie tempa utle-

niania nikotyny [13,14]. Większość polimorfizmów FMO3

występuje stosunkowo rzadko w populacji ludzkiej.

Szybkość metabolizmu nikotyny zależy od przepływu

krwi przez wątrobę. Przepływ ten zmienia się w wyniku

spożywanych posiłków, wraz z postawą ciała, wykonywa-

niem ćwiczeń i pobieraniem leków. Czynnikami wpływa-

jącymi na tempo metabolizmu nikotyny u ludzi są także:

wiek, płeć, przynależność etniczna oraz stan zdrowia [10,14].

Okres półtrwania nikotyny w organizmie noworodków,

narażonych na wdychanie dymu tytoniowego, jest 3 do 4

razy dłuższy niż u osób dorosłych [10,14]. Wykazano, że

estrogeny mogą indukować ekspresje genów CYP2A6 [56].

U kobiet, które zażywają doustne środki antykoncepcyjne,

tempo metabolizmu nikotyny i kotyniny są odpowiednio o

30% i 33% wyższe, w porównaniu do tych, które nie stosują

takich środków. Dodatkowo, w trakcie ciąży, obserwuje się

wyraźne przyspieszenie metabolizmu zarówno nikotyny

(wzrost o 60%) jak i kotyniny (wzrost o 140%) w porów-

naniu z poziomem zmierzonym po porodzie [10,14,57]. U

populacji azjatyckich obserwuje się wolniejsze tempo me-

tabolizmu nikotyny niż u populacji europejskich. Przynaj-

mniej częściowo przyczynę tego zjawiska można upatrywać

w występowaniu alleli genu CYP2A6, które fenotypowo ob-

jawiają się zmniejszeniem lub brakiem aktywności enzymu
[

10,24,58,59]. Nie ma istotnych różnic w tempie metabolizmu

nikotyny między populacją kaukaską a latynoską, jednak u

afroamerykanów metabolizm nikotyny i kotyniny przebie-

ga wolniej niż u grup wymienionych wcześniej [10,14,24].

Przewlekłe palenie zmniejsza szybkość metabolizmu niko-

tyny, prawdopodobnie przez zmniejszenie ekspresji genu

CYP2A6 [13]. Wiele schorzeń wątroby, takich jak zmiany

wywołane przez alkohol oraz wirusowe zapalenie wątroby

typu A, prowadzi do obniżenia tempa metabolizmu nikoty-

ny związanego ze spadkiem aktywności CYP2A6 [24]. Nato-

miast infekcja wywołana pasożytniczą motylicą wątrobową

wzmaga aktywność CYP2A6 [10,60].

WYDALANIE NIKOTYNY

Ilościowy aspekt wydalanych metabolitów nikotyny zo-

stał dość dobrze poznany u ludzi (Ryc. 5). Około 90% przy-

jętej przez organizm dawki nikotyny jest wykrywane w

moczu. Wykazano, że nikotyna może być usuwana także z

kałem (ok. 1-5%), żółcią, śliną, sokiem żołądkowym, potem

i mlekiem [3,10]. Od 8 do 10 % nikotyny wydalane jest przez

nerki w formie niezmienionej (Ryc. 5). Reszta wchłoniętej

przez organizm nikotyny jest w znacznym stopniu zmeta-

bolizowana. Czas połowicznej eliminacji nikotyny z organi-

zmu człowieka wynosi od 100 min (osoby niepalące) do 150

min (palacze).

W nerkach nikotyna jest wydalana na drodze przesą-

czania kłębuszkowego. Stopień wydalania nikotyny zależy

od pH moczu oraz jego wydalanej objętości [10,14]. Klirens

nikotyny zależny jest w wysokim stopniu od wieku, płci,

cech dziedzicznych i stanu zdrowia. Klirens nerkowy dla

nikotyny średnio wynosi około 35 do 90 ml/min [10]. Jak

już wspomniano, w kwaśnym moczu, nikotyna występuje

głównie w formie zjonizowanej, co minimalizuje zwrotne

wchłanianie kanalikowe. Przy pH moczu równym 4,4 kli-

rens nerkowy może być bardzo wydajny i może wynosić

nawet 600 ml/min, natomiast przy pH 7,0 klirens nerkowy

wynosi ok. 17 ml/min, gdyż znaczna część nikotyny wy-

stępuje w formie niezjonizowanej, co ułatwia jej zwrotne

wchłanianie [10]. Na podstawie badań z jednoczesnym wle-

wem nikotyny i kotyniny, udało się ustalić, że chociaż od 70

do 80 % nikotyny u ludzi przekształcane jest do kotyniny, to

jedynie 10-15% wchłoniętej przez palaczy nikotyny pojawia

się w moczu w postaci niezmienionej kotyniny. Okres pół-

trwania kotyniny wynosi od 770 min do 1130 min [10,13,61]

i dlatego jest doskonałym wskaźnikiem oceny narażenia na

dym tytoniowy u palaczy aktywnych i biernych. Klirens

nerkowy kotyniny jest znacznie niższy niż nikotyny. Koty-

nina ulega wydajnej resorpcji w kanalikach nerkowych. Na

wydalanie kotyniny w znacznie mniejszym stopniu wpływ

ma kwasowość moczu, ponieważ w fizjologicznym zakre-

sie pH kotynina występuje w formie niezjonizowanej, przez

co łatwo jest resorbowana. Kotynina jest wydalana z mo-

czem w niewielkim stopniu (10-15% nikotyny). Głównym

metabolitem wykrywanym w moczu palaczy jest trans-3’-

-hydroksykotynina (33-40%, Ryc. 5). Od około 4 do 7% ni-

kotyny jest wydalane w postaci N-tlenku nikotyny, a 3-5%

jako glukuronid nikotyny. Pozostała część to metabolity

wtórne, przede wszystkim glukuronid kotyniny (12-17%)

oraz glukuronid trans-3’-hydroksykotyniny

(7-9%) (Ryc. 5)

[

3,10].

Norkotyninę wykryto w moczu palaczy w ilości 1 do

2% całości wchłoniętej nikotyny [10].

Usuwanie nikotyny przez nerki u osób starszych w wie-

ku 65-76 lat jest o 23% wolniejsze niż u dorosłych palaczy

w młodszym wieku (22-43 lat). Najprawdopodobniej jest

to spowodowane wieloma czynnikami, wśród których wy-

mienia się, wspominane wcześniej, niższą aktywność me-

taboliczną CYP2A6 oraz zmniejszony przepływ krwi przez

wątrobę i nerki. Zahamowanie aktywności CYP2A6 lub ob-

niżenie ekspresji jej genu w wątrobie może prowadzić do

50% zmniejszenia klirensu nikotyny. Również przewlekła

choroba nerek często prowadzi do zmniejszenia klirensu ni-

kotyny i kotyniny. U kobiet wydalanie nikotyny i kotyniny

przebiega szybciej niż u mężczyzn. Klirens tych związków

jest u kobiet odpowiednio wyższy o 13% i 26% [10,14].

PODSUMOWANIE

Wraz z dymem wypalanego papierosa do krwi palacza

przedostaje się nikotyna. Roznoszona po całym organizmie

dociera do wszystkich narządów. Szczególnie istotną rolę w

procesie eliminacji nikotyny pełni wątroba. W trakcie inten-

sywnych badań metabolizmu nikotyny w ostatnich kilku

dziesięcioleciach dość dobrze poznano szlaki metaboliczne

nikotyny oraz enzymy zaangażowane w ten proces. Jed-

nak nie wszystkie enzymy uczestniczące w metabolizmie

nikotyny zostały do tej pory zidentyfikowane i scharakte-

ryzowane. Badania polimorfizmu genetycznego enzymów

biorących udział w przemianach nikotyny ujawniły, że ist-

nieją duże różnice osobnicze w reakcjach na ten alkaloid,

szczególnie w aspekcie ilości przyswajanej nikotyny, popa-

dania w uzależnienie oraz indukcji raka płuc [24,44]. Ilość

i częstotliwość dostarczania nikotyny do organizmu może

wywoływać znaczące zmiany na poziomie regulacji aktyw-

www.postepybiochemii.pl

ności kluczowych białek, takich jak receptory nikotynowe

w neuronach lub aktywności enzymów detoksykacyjnych

w hepatocytach, np. oksydaz cytochromu P450 (CYP2A6).

Umiarkowane powinowactwo (R)-nikotyny do choliner-

gicznych receptorów typu N w połączeniu ze znacznie

niższym poziomem toksyczności powodują, że (R)-niko-

tyna może być użytecznym środkiem terapeutycznym dla

chorób neurodegeneracyjnych i uzależnienia od palenia

tytoniu [23]. Inhibitory CYP2A6 wykorzystywane w tera-

pii nikotynozastępczej mogą przyczyniać się do redukcji

palenia tytoniu, co w konsekwencji zmniejsza narażenie na

rakotwórcze działanie metabolitów nikotyny i być może

ograniczać ryzyko zachorowania na raka [10]. W codziennej

praktyce lekarskiej istotne byłoby uświadomienie pacjen-

tom, że jeśli wypalają oni nawet niewielką liczbę papiero-

sów, to ze względu na omówione czynniki, które wpływają

na metabolizm nikotyny, szkodliwe działanie tego alkalo-

idu może być znaczne, a ta sama dawka nikotyny na każde-

go z nas może działać z różną siłą.

PIŚMIENNICTWO

1. O’Neil MJ, Smith A, Heckelman PE, Obenchain JR Jr, Gallipeau JAR,

D’Arecca MA, Budavari S (2001) The Merck Index: An Encyclopedia of

Chemicals, Drugs, and Biologicals, 13th ed., Merck Research Laborato-

ries Division of Merck & Co., Inc.; Monograph Number: 6551, White-

house Station, NJ

2. Modnicki D (2007) Tytoń bakun (Nicotiana rustica L.) niedostrzegane

zagrożenie? Przegl Lek 64: 906-907

3. Yildiz D (2004) Nicotine, its metabolism and an overview of its biologi-

cal effects. Toxicon 43: 619-632

4. Pogocki D, Ruman T, Danilczuk M, Celuch M, Walajtys-Rode E (2007)

Application of nicotine enantiomers, derivatives and analogues in

therapy of neurodegenerative disorders. Eur J Pharmacol 563: 18-39

5. Huang X, Zheng F, Crooks PA, Dwoskin LP, Zhan CG (2005) Model-

ing multiple species of nicotine and deschloroepibatidine interacting

with α4β2 nicotinic acetylcholine receptor: from microscopic binding

to phenomenological binding affinity. J Am Chem Soc 127: 14401-

14414

6. Li D, Huang X, Han K, Zhan C (2011) Catalytic mechanism of cyto-

chrome P450 for 5′-hydroxylation of nicotine: fundamental reaction

pathways and stereoselectivity. J Am Chem Soc 133: 7416–7427

7. Nielsen HM, Rassing MR (2002) Nicotine permeability across the buc-

cal TR146 cell culture model and porcine buccal mucosa in vitro: effect

of pH and concentration. Eur J Pharm Sci 16: 151-157

8. Fukada A, Saito H, Inui K (2002) Transport mechanisms of nicotine

across the human intestinal epithelial cell line Caco-2. J Pharmacol Exp

Ther 302: 532-538

Rycina 5. Udział najważniejszych metabolitów nikotyny w moczu człowieka. Na podstawie [10], za zgodą Amerykańskiego Towarzystwa Farmakologii i Terapii Ekspe-

Postępy Biochemii 59 (1) 2013

9. You G, Morris ME, Wang B (2007) Drug transporters: molecular char-

acterization and role in drug disposition, John Wiley & Sons, Inc., New

Jersey

10. Hukkanen J, Jacob P 3rd, Benowitz NL (2005) Metabolism and disposi-

tion kinetics of nicotine. Pharmacol Rev 57: 79-115

11. Wu HJ, Chi CW, Liu TY (2005) Effects of pH on nicotine-induced DNA

damage and oxidative stress. J Toxicol Environ Health A 68: 1511-1523

12. Tomar SL, Henningfield JE (1997) Review of the evidence that pH is

a determinant of nicotine dosage from oral use of smokeless tobacco.

Tob Control 6: 219-225

13. Matta SG, Balfour DJ, Benowitz NL, Boyd RT, Buccafusco JJ, Caggiula

AR, Craig CR, Collins AC, Damaj MI, Donny EC, Gardiner PS, Grady

SR, Heberlein U, Leonard SS, Levin ED, Lukas RJ, Markou A, Marks

MJ, McCallum SE, Parameswaran N, Perkins KA, Picciotto MR, Quik

M, Rose JE, Rothenfluh A, Schafer WR, Stolerman IP, Tyndale RF,

Wehner JM, Zirger JM (2007) Guidelines on nicotine dose selection for

in vivo research. Psychopharmacology (Berl) 190: 269-319

14. Benowitz NL, Hukkanen J, Jacob P 3rd (2009) Nicotine chemistry, me-

tabolism, kinetics and biomarkers. Handb Exp Pharmacol 192: 29-60

15. Salomon ME (2006) Nicotine and tobacco preparations, W: Flomen-

baum N, Goldfrank L, Hoffman R, Howland MA, Lewin N and Nel-

son L (red) Goldfrank’s Toxicologic Emergencies, McGraw-Hill Com-

panies, Inc., New York, 1221-1230

16. Shiffman S, Fant RV, Buchhalter AR, Gitchell JG, Henningfield JE

(2005) Nicotine delivery systems. Expert Opin Drug Deliv 2: 563-577

17. Seeman JI (2007) Possible role of ammonia on the deposition, reten-

tion, and absorption of nicotine in humans while smoking. Chem Res

Toxicol 20: 326-343

18. van Amsterdam J, Sleijffers A, van Spiegel P, Blom R, Witte M, van de

Kassteele J, Blokland M, Steerenberg P, Opperhuizen A (2011) Effect of

ammonia in cigarette tobacco on nicotine absorption in human smok-

ers. Food Chem Toxicol 49: 3025-3030

19. McGuigan MA (2004) Nicotine, W: Dart RC (red) Medical Toxicology,

Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, str. 601-604

20. Yerger VB, Malone RE (2006) Melanin and nicotine: A review of the

literature. Nicotine Tob Res 8: 487-498

21. Sobkowiak R, Lesicki A (2011) Komórkowe szlaki sygnalizacyjne akty-

wowane przez nikotynę. Post Biol Kom 38: 581-596

22. Sobkowiak R, Lesicki A (2009) Genotoxicity of nicotine in cell culture

of Caenorhabditis elegans evaluated by the comet assay. Drug Chem

Toxicol 32: 252-257

23. Pogocki D (2007) Application of nicotine enantiomers, derivatives and

analogues in therapy of neurodegenerative disorders. Eur J Pharmacol

563: 18-39

24. Tricker AR (2003) Nicotine metabolism, human drug metabolism

polymorphisms, and smoking behaviour. Toxicology 183: 151-173

25. Tutka P, Mosiewicz J, Wielosz M (2005) Pharmacokinetics and me-

tabolism of nicotine. Pharmacol Rep 57: 143-153

26. Niemira M, Wiśniewska A, Mazerska Z (2009) Rola polimorfizmu i

zróżnicowanej ekspresji genów cytochromów P450 w metabolizmie

ksenobiotyków. Postepy Biochem 55: 279-289

27. von Weymarn L, Retzlaff C, Murphy S (2012) CYP2A6 and CYP2A13-

catalyzed metabolism of the nicotine Δ

5›(1›)

iminium ion. J Pharmacol

Exp Ther DOI:10.1124/jpet.112.195255:

28. Li D, Wang Y, Han K, Zhan C (2010) Fundamental reaction pathways

for cytochrome P450-catalyzed 5′-hydroxylation and N-demethylation

of nicotine. J Phys Chem B 114: 9023-9030

29. Hecht SS, Hochalter JB, Villalta PW, Murphy SE (2000) 2’-Hydrox-

ylation of nicotine by cytochrome P450 2A6 and human liver micro-

somes: formation of a lung carcinogen precursor. Proc Natl Acad Sci

USA 97: 12493-12497

30. Murphy SE, Raulinaitis V, Brown KM (2005) Nicotine 5’-oxidation and

methyl oxidation by P450 2A enzymes. Drug Metab Dispos 33: 1166-

1173

31. Yamanaka H, Nakajima M, Fukami T, Sakai H, Nakamura A, Katoh

M, Takamiya M, Aoki Y, Yokoi T (2005) CYP2A6 and CYP2B6 are

involved in nornicotine formation from nicotine in humans: interin-

dividual differences in these contributions. Drug Metab Dispos 33:

1811-1818

32. Schuller HM (2007) Nitrosamines as nicotinic receptor ligands. Life Sci

80: 2274-2280

33. Cashman JR, Park SB, Yang ZC, Wrighton SA, Jacob P 3rd, Benowitz

NL (1992) Metabolism of nicotine by human liver microsomes: stere-

oselective formation of trans-nicotine N’-oxide. Chem Res Toxicol 5:

639-646

34. Kaivosaari S, Toivonen P, Hesse LM, Koskinen M, Court MH, Finel M

(2007) Nicotine glucuronidation and the human UDP-glucuronosyl-

transferase UGT2B10. Mol Pharmacol 72: 761-768

35. Kuehl GE, Murphy SE (2003) N-glucuronidation of nicotine and coti-

nine by human liver microsomes and heterologously expressed UDP-

glucuronosyltransferases. Drug Metab Dispos 31: 1361-1368

36. Fedejko B, Mazerska Z (2011) UDP-glukuronylotranferazy w meta-

bolizmie detoksykacyjnym i aktywacyjnym związków endogennych

oraz ksenobiotyków. Postepy Biochem 57: 49-62

37. Rangiah K, Hwang WT, Mesaros C, Vachani A, Blair IA (2011) Nico-

tine exposure and metabolizer phenotypes from analysis of urinary

nicotine and its 15 metabolites by LC-MS. Bioanalysis 3: 745-761

38. Nakajima M, Yokoi T (2005) Interindividual variability in nicotine me-

tabolism: C-oxidation and glucuronidation. Drug Metab Pharmacoki-

net 20: 227-235

39. Berg JZ, von Weymarn LB, Thompson EA, Wickham KM, Weisensel

NA, Hatsukami DK, Murphy SE (2010) UGT2B10 genotype influences

nicotine glucuronidation, oxidation, and consumption. Cancer Epide-

miol Biomarkers Prev 19: 1423-1431

40. Chen G, Giambrone NE Jr, Dluzen DF, Muscat JE, Berg A, Gallagher

CJ, Lazarus P (2010) Glucuronidation genotypes and nicotine meta-

bolic phenotypes: importance of functional UGT2B10 and UGT2B17

polymorphisms. Cancer Res 70: 7543-7552

41. Berg JZ, Mason J, Boettcher AJ, Hatsukami DK, Murphy SE (2010)

Nicotine metabolism in African Americans and European Americans:

variation in glucuronidation by ethnicity and UGT2B10 haplotype. J

Pharmacol Exp Ther 332: 202-209

42. Kędziora H, Florek E, Piekoszewski W, Bręborowicz GH, Anholcer A,

Gomółka E, Kulza M, Stanek A (2007) Stężenie kotyniny i trans-3’-hy-

droksykotyniny oraz ich glukuronidów w moczu kobiet ciężarnych

palących tytoń. Przegl Lek 64: 740-746

43. Piekoszewski W, Florek E, Kulza M, Wilimowska J, Loba U (2009)

Opracowanie metody oznaczanie metabolitow nikotyny w moczu.

Przegl Lek 66: 593-597

44. Wall TL, Schoedel K, Ring HZ, Luczak SE, Katsuyoshi DM, Tyndale

RF (2007) Differences in pharmacogenetics of nicotine and alcohol me-

tabolism: review and recommendations for future research. Nicotine

Tob Res 9 Suppl 3: 459-474

45. Lieber CS (2004) The discovery of the microsomal ethanol oxidizing

system and its physiologic and pathologic role. Drug Metab Rev 36:

511-529

46. Moriwaki Y, Yamamoto T, Takahashi S, Tsutsumi Z, Hada T (2001)

Widespread cellular distribution of aldehyde oxidase in human tis-

sues found by immunohistochemistry staining. Histol Histopathol 16:

745-753

47. Cashman JR, Zhang J (2002) Interindividual differences of human fla-

vin-containing monooxygenase 3: genetic polymorphisms and func-

tional variation. Drug Metab Dispos 30: 1043-1052

48. Thompson MA, Moon E, Kim UJ, Xu J, Siciliano MJ, Weinshilboum

RM (1999) Human indolethylamine N-methyltransferase: cDNA clon-

ing and expression, gene cloning, and chromosomal localization. Ge-

nomics 61: 285-297

49. Al Koudsi N, Hoffmann EB, Assadzadeh A, Tyndale RF (2010) Hepa-

tic CYP2A6 levels and nicotine metabolism: impact of genetic, physio-

logical, environmental, and epigenetic factors. Eur J Clin Pharmacol

66: 239-251

50. Benowitz NL, Swan GE, Jacob P 3rd, Lessov-Schlaggar CN, Tyndale

RF (2006) CYP2A6 genotype and the metabolism and disposition kine-

tics of nicotine. Clin Pharmacol Ther 80: 457-467

www.postepybiochemii.pl

51. Mwenifumbo JC, Tyndale RF (2009) Molecular genetics of nicotine

metabolism. Handb Exp Pharmacol 2009: 235-259

52. Mwenifumbo JC, Lessov-Schlaggar CN, Zhou Q, Krasnow RE, Swan

GE, Benowitz NL, Tyndale RF (2008) Identification of novel CYP2A-

6*1B variants: the CYP2A6*1B allele is associated with faster in vivo

nicotine metabolism. Clin Pharmacol Ther 83: 115-121

53. Berlin I, Gasior MJ, Moolchan ET (2007) Sex-based and hormonal con-

traception effects on the metabolism of nicotine among adolescent to-

bacco-dependent smokers. Nicotine Tob Res 9: 493-498

54. Benowitz NL, Lessov-Schlaggar CN, Swan GE, Jacob P 3rd (2006) Fe-

male sex and oral contraceptive use accelerate nicotine metabolism.

Clin Pharmacol Ther 79: 480-488

55. Benowitz NL, Herrera B, Jacob P, 3rd (2004) Mentholated cigaret-

te smoking inhibits nicotine metabolism. J Pharmacol Exp Ther 310:

1208-1215

56. Higashi E, Fukami T, Itoh M, Kyo S, Inoue M, Yokoi T, Nakajima M

(2007) Human CYP2A6 is induced by estrogen via estrogen receptor.

Drug Metab Dispos 35: 1935-1941

57. Dempsey D, Jacob P 3rd, Benowitz NL (2002) Accelerated metabolism

of nicotine and cotinine in pregnant smokers. J Pharmacol Exp Ther

301: 594-598

58. Schoedel KA, Hoffmann EB, Rao Y, Sellers EM, Tyndale RF (2004) Eth-

nic variation in CYP2A6 and association of genetically slow nicotine

metabolism and smoking in adult Caucasians. Pharmacogenetics 14:

615-626

59. Bloom J, Hinrichs AL, Wang JC, von Weymarn LB, Kharasch ED,

Bierut LJ, Goate A, Murphy SE (2011) The contribution of common

CYP2A6 alleles to variation in nicotine metabolism among European-

-Americans. Pharmacogenet Genomics 21: 403-416

60. Satarug S, Lang MA, Yongvanit P, Sithithaworn P, Mairiang E, Mair-

iang P, Pelkonen P, Bartsch H, Haswell-Elkins MR (1996) Induction of

cytochrome P450 2A6 expression in humans by the carcinogenic para-

site infection, opisthorchiasis viverrini. Cancer Epidemiol Biomarkers

Prev 5: 795-800

61. Benowitz NL (1996) Cotinine as a biomarker of environmental tobacco

smoke exposure. Epidemiol Rev 18: 188-204

Absorption, metabolism and excretion of nicotine in humans

Robert Sobkowiak



, Andrzej Lesicki

Department of Cell Biology, Institute of Experimental Biology, Adam Mickiewicz University, 89 Umultowska St., 61-614 Poznań, Poland



e-mail: robsob@amu.edu.pl

Key words: nicotine, cotinine, metabolism, absorption, excretion, enantiomer, cytochrome P450

ABSTRACT

Nicotine is an alkaloid present in many plants of

Solanaceae family. The levorotatory enantiomer (S) is a naturally occurring form. Nico-

tine enters the human body as a component of tobacco smoke. In alkaline environment the rate of nicotine permeation through biological

membranes is increased. Almost 90% of nicotine absorbed by the body is metabolized in the liver. Nicotine may also be metabolized in the

kidneys, lungs, brain, and respiratory epithelium membranes. The nicotine undergoes many transformations. Key role in the metabolism

of nicotine is played by cytochrome P450 oxidases (mainly CYP2A6). Apart from them, UDP-glucuronosyltransferases, cytosolic aldehyde

oxidase, amine

N-methyltransferase, and flavin-containing monooxygenase 3 are involved in the decomposition of nicotine. Six major me-

tabolites of nicotine have been identified. One of the most important metabolite is cotinine, from which is formed of trans-3’-hydroxycotinine

— the compound which is excreted in the largest amount within the urine. The rate of nicotine metabolism is affected by diversified activity

of polymorphic enzymes involved in this process, diet, gender and physiological condition of the organism.